Pneumologie 2000; 54(5): 201-211
DOI: 10.1055/s-2000-9086
ÜBERSICHT
Georg Thieme Verlag Stuttgart ·New York

Oxidativer pulmonaler Stress unter zytoreduktiver Therapie

T. Beinert1 , D. Binder1 , M. Stuschke2 , C. Oehm3 , R. A. Jörres4 , M. Schweigert1 , M. Seemann7 , H.-G Mergenthaler5 , J. Behr6 , M. Fleischhacker1 , K. Possinger1
  • 1Medizinische Klinik und Poliklinik m. S. Hämatologie und Onkologie, Charité, Campus Mitte, Berlin
  • 2Klinik und Poliklinik für Strahlentherapie, Charité, Campus Mitte, Berlin
  • 3Johanniter-Krankenhaus, Fachklinik für Pneumologie, Treuenbrietzen
  • 4Krankenhaus Großhansdorf, Zentrum für Pneumologie und Thoraxchirurgie
  • 5Medizinische Klinik für Onkologie, Katharinenhospital, Stuttgart
  • 6Medizinische Klinik I, Abteilung für Pneumologie, Klinikum Großhadern, München
  • 7Klinik für Radiologische Diagnostik, Universität Tübingen
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Publication History

Publication Date:
31 December 2000 (online)

Einleitung

In der Therapie solider Tumoren zeigt die kombinierte Radio-Chemotherapie ermutigende Ergebnisse hinsichtlich Remission und Überlebenszeit [[1], [2]]. Für zahlreiche Tumorentitäten konnte so ein erfolgversprechender Therapiestandard definiert werden. Neben einer besseren lokalen Kontrolle ist die multimodale Therapie jedoch auch mit dem häufigeren Auftreten von Nebenwirkungen behaftet. So werden, insbesondere bei simultaner Verwendung höherer Strahlendosen im Thoraxbereich und strahlensensibilisierender zytoreduktiver Substanzen, häufig pulmonale Nebenwirkungen beobachtet [[3], [4], [5]]. Wochen bis Monate nach Therapie können lebensbedrohliche Pneumonitiden und Fibrosierungen des Lungenparenchyms das prognostische Bild des Patienten erheblich verschlechtern [[6], [7], [8]]. Damit beinhaltet die kombinierte Radio-Chemotherapie von z. B. Bronchial- oder Mammakarzinomen oft ein Abwägen zwischen Dosiseskalation und pulmonalen Nebenwirkungen.

Unzureichende Kenntnisse über die Mechanismen derartiger Lungenschädigungen erschwerten bisher die Beeinflussung der pulmonalen Komplikationen. Zunehmend erlangen jedoch reaktive Sauerstoffverbindungen (ROS) als auslösende Ursache dieser Folgeschäden Beachtung. Unter der Bezeichnung „ROS - Reactive Oxygen Species” werden freie Radikale, also Moleküle mit einem oder mehreren ungepaarten Elektronen, sowie sauerstoffhaltige Verbindungen mit außerordentlich hoher Reaktionsbereitschaft zusammengefasst [[9], [10]]. Bedingt durch ihre Reaktivität verfügen ROS über ein hohes Potenzial für typische Reaktionskaskaden, in denen Biomoleküle bis zum Funktionsverlust verändert werden können [[10]]. Ihre Einwirkung auf biologische Gewebe kann zu einem komplexen, sich selbst verstärkenden ROS- und Zytokin-Networking führen, das letztendlich in einer Fibroblastenaktivierung mündet [[11], [12], [13]].

Die Lunge ist außerordentlich anfällig für radikalbedingte Schäden und deren Folgezustände [[14]]. Dies ist insbesondere durch die hohen Sauerstoffspannungen bedingt, denen das Lungengewebe ständig ausgesetzt ist. In diesem Zusammenhang konnte experimentell gezeigt werden, dass die Ursache für die Toxizität des Sauerstoffs eine erhöhte endogene, zelluläre ROS-Produktion ist [[15]]. Die außerordentlich hohe Dichte an alveolären und interstitiellen Leukozyten, die als Teil des pulmonalen Defence-Mechanismus gegen aerolisierte Fremdkörper unerlässlich sind, stellt zudem ein beachtliches Reservoir für die Freisetzung von Zytokinen und Wachstumsfaktoren dar.

Für die Evaluation und diagnostische Einschätzung therapieassoziierter, pulmonaler Nebenwirkungen stehen routinemäßig radiologische Verfahren [[16], [17], [18]] und die Messung von Lungenfunktionsparametern [[19], [20]] im Vordergrund. Diese Methoden sind jedoch in der Diagnose von Frühveränderungen weder sensitiv noch spezifisch. Umgekehrt ist die bronchoalveoläre Lavage [[21], [22]] als diagnostische Methode nicht allgemein verfügbar oder in diesem Zusammenhang nicht ausreichend etabliert. In der Regel sind somit die klinisch-diagnostischen Erfahrungen in der Frühphase der Erkrankung für die Einschätzung des Ausmaßes der drohenden Folgezustände unzureichend. Andererseits würden standardisierte Diagnose- und Analysealgorithmen therapieassoziierter, pulmonaler Veränderungen eine individuelle, optimierte Dosisanpassung der zytoreduktiven Therapie ermöglichen [[17], [23], [24]].

Die vorliegende Übersichtsarbeit möchte die wesentlichen pathogenetische Mechanismen radikalbedingter Lungenschädigungen unter Radio- wie unter Chemotherapie darstellen, sowie invasive und nichtinvasive Verfahren zur Diagnostik diskutieren. Hierdurch sollen nicht zuletzt zukünftige Forschungsarbeiten auf diesem Gebiet ermutigende Anstöße finden.

Pulmonale Nebenwirkungen der Radio-Chemotherapie

Sowohl nach pulmonaler Strahlentherapie [[25], [26], [27]] wie nach systemischer Chemotherapie [[17], [28], [29], [30]] wird eine hohe Manifestationsrate pulmonaler Nebenwirkungen beobachtet. Bei kombinierter Anwendung beider Modalitäten sind diese Effekte gehäuft und deren Vorhersagbarkeit weiter beeinträchtigt [[6], [7], [8]].

Nach Einwirkung ionisierender Strahlung auf Lungengewebe können zwei verschiedene Nebenwirkungsmechanismen unterschieden werden:

  1. Die so genannte klassische Strahlenpneumonitis [[31]] zeigt eine Schwellendosis und eine charakteristische sigmoide Dosis-Wirkungs-Beziehung. Dabei beschränkt sich die entzündliche Reaktion auf das bestrahlte Lungenvolumen und wird von einer mehr oder weniger starken Fibrosierung gefolgt. Ursächlich werden für diese Reaktion reaktive Sauerstoffspezies verantwortlich gemacht.

  2. Die sporadische Strahlenpneumonitis [[31], [32]] folgt keiner eindeutigen Dosis-Wirkungs-Beziehung. Ursache dieser Reaktion ist möglicherweise eine endogene Antigenbelastung, die im Rahmen der massiven Gewebsschädigung auftritt [[31]]. Hier wird eine generalisierte, lymphozytäre Entzündung mit vergleichsweise geringer Tendenz zur Fibrosierung beobachtet.

Schwere Verläufe nach thorakaler Strahlentherapie zeigen eine massive Diffusionseinschränkung [[19], [20]] und Veränderungen des Verhältnisses von Ventilation und Perfusion (Mismatch) [[33]]. Dabei führen Mikroatelektasen und eine zunehmende Ansammlung extrazellulärer Matrixproteine (ECM) in den Alveolen und im Interstitium zu funktionslosen terminalen Ventilationsräumen. Die Zunahme des ventilatorischen Totraums und des intrapulmonalen Shunt-Volumens verstärken die resultierende Hypoxämie weiter.

Viele Substanzen, die in der Therapie solider Tumoren sowie bei hämatologischen Erkrankungen verwendet werden, sind potenziell lungentoxisch [[23], [24]]. Die durch sie induzierten Überempfindlichkeitspneumonitiden sind durch ein lymphozytäres Infiltrat des Lungeninterstitiums gekennzeichnet [[34]]. Obwohl relativ häufig zu beobachten, liegen bis heute vergleichsweise wenige Erkenntnisse über Ursachen und Mechanismen dieser Reaktion vor. In vielen Fällen klingen die Beschwerden nach Absetzen des Zytostatikums zügig ab. Durch die systemische Anwendung von Kortikosteroiden kann der Verlauf oftmals günstig beeinflusst werden.

Für die nach längeren Latenzzeiten auftretenden, chemotherapieassoziierten, so genannten Late-Onset-Pneumonitiden werden Imbalancen zwischen Oxidantien und Antioxidantien als Ursache diskutiert [[17]]. Dieses Symptombild der Pneumonitis ist potenziell lebensbedrohlich für den Patienten. Trotz sofortigen Absetzens der Noxen und des systemischen Einsatzes von Kortikosteroiden kann sich das Befinden des Patienten kontinuierlich und dramatisch verschlechtern [[17], [35], [36]], wobei morphologische Strukturveränderungen mit Kollaps der distalen Atemwege und Ausbildung von Mikroatelektasen [[37]] sowie eine ausgeprägte interstitielle Fibrosierung beobachtet werden [[17]].

Eine relativ seltene Begleiterscheinung der Radio-Chemotherapie ist die Bronchiolitis obliterans [[24]]; sie stellt sich als polyploide Bindegewebsanreicherung in den Lumina der kleinsten Luftwege mit entzündlichen Veränderungen der umgebenden Luftwege dar [[37]]. Zum medikamenteninduzierten, nichtkardiogenen Lungenödem (capillary leak syndrome) [[38]], einem ebenfalls seltenen Nebenwirkungsbild, liegen nur wenige Daten vor. Hier geht man vor einer massiven Schädigung der pulmonalen Kapillarendothelien als Ursache aus [[24]].

Nach Radio-Chemotherapie können sich somit vielfältige Lungenschäden manifestieren, die entscheidende Bedeutung für die Prognose des Patienten sowie das weitere therapeutische Prozedere haben. Hier weisen sowohl die zytostatika- als auch die strahlungsinduzierten Reaktionen im Hinblick auf ihre klinische Symptomatik und ihre morphologischen Veränderungen große Ähnlichkeiten auf. Bedenkt man die vergleichbare Ätiologie, bei der ROS die entscheidende Rolle spielten, so dürften, neben der Gruppe der zellzyklusabhängigen radiosensibilisierenden Substanzen, bestimmte Zytostatika auf Grund additiver pro-oxidativer Effekte als Radiosensitiser fungieren. Für Bleomycin [[6]], Cyclophosphamid [[8]] und Adramycin [[7]] liegen hierzu zahlreiche klinische Beobachtungen vor. Die zunehmende klinische Erfahrung weist überdies darauf hin, dass die Mehrzahl der heute eingesetzten Chemotherapien ein ähnliches, die oxidative Potenz der Strahlentherapie weiter verstärkendes Verhalten zeigen [[39]].

Klinisches Bild und Diagnostik

Das klinische Bild der pulmonalen Nebenwirkungen während zytoreduktiver Therapie ist weitgehend unspezifisch. So fallen die Patienten zunächst durch Reizhusten, Fieber und Dyspnoe auf [[24]]. In schweren Fällen können Zyanose, Cor pulmonale und Rechtsherzversagen zum Tod führen [[17]]. Wegen der Unspezifität der Symptome und großer interindividueller Unterschiede in der Präsentation ist die Diagnose weitgehend von ärztlicher Erfahrung sowie radiologischer und lungenfunktionsanalytischer Methodik abhängig.

Nach Bestrahlung der Lunge mit hohen Dosen entwickeln die Patienten typischerweise nach 6 - 12 Wochen klinische Symptome [[16]]. Husten, Fieber und Abgeschlagenheit klingen in den meisten Fällen spontan ab, während einige Patienten eine progressive Lungenfibrosierung innerhalb der nächsten 6 - 12 Monate erleiden. Abhängig vom verwendeten zytoreduktiven Therapieschema vergehen bei alleiniger Chemotherapie von Behandlungsbeginn bis zur Manifestation pulmonaler Symptome ein bis zwei Monate [[23], [24]], wobei etwa für Cyclophosphamid auch Extreme von mehreren Jahren berichtet wurden [[17]]. Dabei ist die Symptomatik ähnlich der der strahlungsinduzierten Lungenschädigungen.

Thorax-Röntgen und Thorax-CT zeigen je nach Schweregrad etwas inhomogene, milchglasige Trübungen bis hin zu dichten, retikulären und nodulären, entzündungs- und fibrosebedingten Infiltraten mit Pleuraverdickungen [[16]]. Derartige radiologische Befunde können jedoch erst in einer relativ fortgeschrittenen Phase des Krankheitsverlaufs erhoben werden, wenn der entzündliche Prozess bereits ein florides Stadium erreicht oder durchschritten hat [[40]] und zumeist nicht mehr reversibel ist [[24]]. Lungenfunktionsanalysen, die im Sinne der morphologischen Veränderungen eine beeinträchtigte Diffusionskapazität und eine restriktive Ventilationsstörung anzeigen [[19], [20]], sind in der Frühphase der pulmonalen Veränderungen bzw. oxidativen Belastung weder sensitiv noch spezifisch genug [[33]].

Die Lungenperipherie entspricht einer Gasaustauschfläche von mehr als einhundert Quadratmetern. Die Alveolen als kleinste Untereinheiten der terminalen Luftwege werden von Typ-1- und Typ-2-Pneumozyten ausgekleidet. Typ-1-Pneumozyten (95 %), sind vollständig ausdifferenzierte Zellen mit großer Sensibilität gegenüber endogenen wie exogenen Schädigungen und nur geringem regenerativen Potential. Typ-2-Pneumozyten, Stammzellen der Typ-1-Zellen, weisen dagegen ein vergleichsweise geringes Verletzungspotential gegenüber Stressfaktoren auf, können aber durch überschwellige Stimuli ebenfalls zur Proliferation angeregt werden. Typ-2-Pneumozyten sind darüber hinaus maßgeblich an der Surfactant-Produktion beteiligt und besitzen die Fähigkeit zur Sekretion von extrazellulärer Matrix [[41]].

Unter physiologischen Bedingungen wird die Begrenzung zwischen terminalen Ventilationsräumen und Erythrozyten lediglich durch das Kapillarendothel, eine gemeinsame Basalmembran und das Alveolarepithel gebildet. Kapillarendothelien, wie Typ-1-Pneumozyten, sind anfällig für zahlreiche schädigende Einflüsse und ebenfalls zur Proliferation fähig [[37]]. Fibroblasten synthetisieren den weitaus größten Anteil der extrazellulären Matrix. Ihre ohnehin schon große Anzahl im Interstitium kann nach Lungenschädigungen nochmals deutlich ansteigen. Zelluläre Produkte der Fibroblasten sind unter anderem Kollagene des Typs I, III, IV, V und VI sowie Fibronektin, Laminin und Proteoglykane, die in verschiedenen Zusammensetzungen die Binde- und Stützgewebe bilden.

Neben Fibroblasten finden sich auch Makrophagen, Mastzellen, Lymphozyten und Plasmazellen im Interstitium [[42]]. Teile dieser Populationen verlassen das Interstitium, treten in die Ventilationsräume über und sind nun, zusammen mit anderen gelösten Bestandteilen, durch die bronchoalveoläre Lavage (BAL) gewinnbar. So ermöglicht die BAL auch Rückschlüsse hinsichtlich des Zustandes des Interstitiums [[43]]. Obwohl bisher als standardisiertes Diagnostikum von radiochemotherapie-induzierten, pulmonalen Nebenwirkungen nicht eingesetzt, könnte sie ein nützliches Instrument zur frühen Diagnose und zum Monitoring dieser pulmonalen Veränderungen werden.

Literatur

  • 1 Jeremic B, Shibamoto Y, Acimovic L, Milisavljevic S. Hyperfractionated radiation therapy with or without concurrent low-dose daily carboplatin etoposide for stage III non-small-cell lung cancer. A randomized study.  J Clin Oncol. 1996;  14 1065-1070
  • 2 Komaki R, Scott C B, Sause W T. Induction cisplatin/vinblastine and irridation vs. irridation in unresectable squamous cell lung cancer: failure patterns by cell type in RTOG 88-08/EGOG 4588.  Int J Radiat Oncol Biol Phys. 1997;  39 537-544
  • 3 Segawa Y, Takigawa N, Kataoka M, Takata I, Fujimoto N, Ueoka H. Risk factors for development of radiation pneumonitis following radiation therapy with or without chemotherapy for lung cancer.  Int J Radiat Oncol Biol Phys. 1997;  39 91-98
  • 4 Svane G, Rotstein S, Lax I. Influence of radiation therapy on lung tissue in breast cancer patients-CT-assessed density changes 4 years after completion of radiotherapy.  Acta Oncol. 1995;  34 845-849
  • 5 Theuws J CM, Kwa S LS, Waagenar A C. Dose effect relations for early local pulmonary injury after irridation for malignant lymphoma and breast cancer.  Radiother Oncol. 1998;  48 33-43
  • 6 Einhorn L, Krause M, Hornback N. Enhanced pulmonary toxicity with bleomycin and radiotherapy in oat cell lung cancer.  Cancer. 1976;  37 2414-2416
  • 7 Ma L D, Taylor G A, Wharam M D, Wiley J M. „Recall” pneumonitis: adriamycin potentiation of radiation pneumonitis in two children.  Radiology. 1993;  187 465-467
  • 8 Trask C, Joannides T, Harper P. Radiation-induced lung fibrosis after treatment of small cell carcinoma of the lung with very high-dose cyclophosphamide.  Cancer. 1985;  55 57-60
  • 9 Halliwell B. Reactive oxygen species in living systems: source, biochemistry, and role in human disease.  Am J Med. 1991;  91 (Suppl 3C) 14-22S
  • 10 Halliwell B, Gutteridge J MC, Cross C E. Free radicals, antioxidants, and human disease: where are we now.  J Lab Clin Med. 1992;  119 598-620
  • 11 Janssen Y MW, Van Houten B, Borm P JA, Mossman B T. Cell and tissue response to oxidative damage.  Lab Invest. 1993;  69 261-274
  • 12 Poli G, Parola M. Oxidative damage and fibrogenesis.  Free Radic Biol Med. 1997;  22 287-305
  • 13 Rochester C L, Elias J A. Cytokines and cytokine networking in the pathogenesis of interstitial and fibrotic lung disorders.  Sem Resp Med. 1993;  14 389-416
  • 14 Gutteridge J MC, Mumby S, Quinlan G J, Chung K F. Pro-oxidant iron is present in human pulmonary epithelial lining fluid: implications for oxidative stress in the lung.  Biochem Biophys Res Commun. 1996;  220 1024-1027
  • 15 Zweier J L, Duke S S, Kuppusamy P, Sylvester J T, Gabrielson E W. Electron paramagnetic resonance evidence that cellular oxyen toxicity is caused by the generation of superoxide and hydroxyl free radicals.  FEBS-Lett. 1989;  252 12-16
  • 16 Gross N J. Pulmonary effects of radiation therapy.  Ann Int Med. 1977;  86 81-92
  • 17 Malik S W, Myers J L, DeRemee R A, Specks U. Lung toxicity associated with cyclophosphamide use - two distinct patterns.  Am J Respir Crit Care Med. 1996;  154 1851-1856
  • 18 Padley S, Adler B, Hansell D, Müller N. High-resolution computed tomography of drug-induced lung disease.  Clin Radiol. 1992;  46 232-236
  • 19 Abratt R P, Willcox P A. The effect of irradiation on lung function and perfusion in patients with lung cancer.  Int J Radiat Oncol Biol Phys. 1995;  31 915-919
  • 20 Marks L B, Munley M T, Bentel G C. Physical and biological predictors of changes in whole-lung function following thoracic irradiation.  Int J Radiat Oncol Biol Phys. 1997;  39 563-570
  • 21 Maasilta P, Hallman M, Taskinen E, Kivisaari L, Mattson K. Bronchoalveolar lavage fluid findings following radiotherapy for non-small cell lung cancer.  Int J Radiat Oncol Biol Phys. 1993;  26 117-123
  • 22 White D A, Kris M G, Stover D E. Bronchoalveolar lavage cell population in bleomycin lung toxicity.  Thorax. 1987;  42 551-552
  • 23 Cooper J AD, White D A, Matthay R A. Drug-induced pulmonary disease, part 1: cytotoxic drugs.  Am Rev Respir Dis. 1986;  133 321-340
  • 24 Koh D W, Castro M. Pulmonary Toxicity of Chemotherapeutic Drugs. In: Perry, MC The Chemotherapy Sourcebook. Baltimore; Williams and Wilkins 1996: 665-695
  • 25 Lind P ARM, Gagliardi G, Wennberg B, Fornander T. A descriptive study of pulmonary complications after postoperative radiation therapy in node-positive stage II breast cancer.  Acta Oncol. 1997;  36 509-515
  • 26 Lingos T I, Recht A, Vicini F, Abner A, Silver B, Harris J R. Radiation pneumonitis in breast cancer patients treated with conservative surgery and radiation therapy.  Int J Radiat Oncol Biol Phys. 1991;  21 355-360
  • 27 Monson J M, Stark P, Reilly J J. Clinical radiation pneumonitis and radiographic changes after thoracic radiation therapy for lung carcinoma.  Cancer. 1998;  82 842-850
  • 28 Castro M, Veeder M H, Mailliard J A, Tazelaar H D, Jett J R. A prospective study of pulmonary function in patients receiving mitomycin.  Chest. 1996;  109 939-944
  • 29 Pavlakis N, Bell D R, Millward M J, Levi J A. Fatal pulmonary toxicity resulting from treatment with gemcitabine.  Cancer. 1997;  80 286-291
  • 30 Simpson A B, Paul J, Graham J, Kaye S B. Fatal bleomycin pulmonary toxicity in the west of Scotland 1991 - 95: a review of patients with germ cell tumours.  Br J Cancer. 1998;  78 1061-1066
  • 31 Morgan G W, Breit S N. Radiation and the lung: a reevaluation of the mechanisms mediating pulmonary injury.  Int J Radiat Oncol Biol Phys. 1995;  31 361-369
  • 32 Gibson P G, Bryant D H, Morgan G W. Radiation-induced lung injury: a hypersensitivity pneumonitis?.  Ann Int Med. 1988;  109 288-291
  • 33 Vujaskovic Z, Down J D, van t'Veld A A. Radiological and functional assessment of radiation-induced lung injury in the rat.  Exp Lung Res. 1998;  24 137-148
  • 34 Schnabel A, Richter C, Bauerfeind S, Gross W L. Bronchoalveolar lavage cell profile in methotrexate induced pneumonitis.  Thorax. 1997;  52 377-379
  • 35 Mark G J, Lehimgar-Zadeh A, Ragsdale B D. Cyclophosphamide pneumonitis.  Thorax. 1978;  33 89-94
  • 36 Tucker A S, Newman A J, Alvorado C. Pulmonary pleural and thoracic changes complicating chemotherapy.  Radiology. 1977;  125 805
  • 37 Crouch E. Pathobiology of pulmonary fibrosis.  Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 1990;  259 L159-L184
  • 38 Reed C R, Glauser F L. Drug-induced noncardiogenic pulmonary edema.  Chest. 1991;  100 1120-1124
  • 39 Beinert T, Binder D, Oehm C. Increased levels of vascular endothelial growth factor in bronchoalveolar lavage of patients with bronchial carcinoma-effect of tumour activity and oxidative stress due to radio-chemotherapy.  Eur J Med Res. 1999;  4 328-334
  • 40 Rubin P, Johnston C J, Williams J P, McDonald S, Finkelstein J N. A perpetual cascade of cytokines postirradiation leads to pulmonary fibrosis.  Int J Radiat Oncol Biol Phys. 1995;  33 99-109
  • 41 Sage H, Farin F M, Striker G E, Fisher A B. Granular pneumocytes in primary culture secrete several major components of the extracellular matrix.  Biochemistry. 1983;  22 2148-2155
  • 42 Vergara J A, Raymond U, Thet L A. Changes in lung morphology and cell number in radiation pneumonitis and fibrosis: a quantitative ultrastructural study.  Int J Radiat Oncol Biol Phys. 1987;  13 723-732
  • 43 Hunninghake G W, Gadek J E, Kawanami O, Ferrans V J, Crystal R G. Inflammatory and immune processes in the human lung in health and disease: Evaluation by bronchoalveolar lavage.  Am J Pathol. 1979;  97 149-206
  • 44 Geara F B, Komaki R, Tucker S L, Travis E L, Cox J D. Factors influencing the development of lung fibrosis after chemoradiation for small cell carcinoma of the lung: Evidence for inherent interindividual variation.  Int J Radiat Oncol Biol Phys. 1998;  41 279-286
  • 45 Johnston C J, Stripp B R, Piedbeouf B. Inflammatory and epithelial responses in mouse strains that differ in sensitivity to hyperoxic injury.  Exp Lung Res. 1998;  24 189-202
  • 46 Barquinero J F, Barrois L, Caballin M R. Occupational exposure to radiation induces an adaptive response in human lymphocytes.  Int J Radiat Biol. 1995;  67 187-191
  • 47 Youngblom J H, Wiencke J K, Wolff S. Inhibition of the adaptive response of human lymphocytes to very low doses of ionizing radiation by the protein synthesis inhibitor cycloheximide.  Mutat Res. 1989;  227 257-261
  • 48 Cohen D S, Palmer E, Welch W J, Sheppard D. The response of guinea pig airway epithelial cells and alveolar macrophages to environmental stress.  Am J Respir Cell Mol Biol. 1991;  5 133-143
  • 49 Deitch E A, Beck S C, Cruz N C, De Maio A. Induction of heat shock gene expression in colonic epithelial cells after incubation with Escherichia coli or endotoxin.  Crit Care Med. 1995;  23 1371-1376
  • 50 Javadpour M, Kelly C J, Chen G, Stokes K, Leahy A, Bouchier-Hayes D J. Thermotolerance induces heat shock protein 72 expression and protects against ischaemia-reperfusion-induced lung injury.  Br J Surg. 1998;  85 943-946
  • 51 Jornot L, Mirault M E, Junod A F. Differential expression of hsp70 stress points in human endothelial cells exposed to heat shock and hydrogen peroxide.  Am J Respir Cell Mol Biol. 1991;  5 265-275
  • 52 Polla B S, Kantengwa S, Francois D. Mitochondria are selective targets for the protective effects of heat shock against oxidative injury.  Proc Natl Acad Sci USA. 1996;  93 6458-6463
  • 53 Ikushima T, Aritomi H, Morisita J. Radioadaptive response: efficient repair or radiation-induced DNA damage in adapted cells.  Mutat Res Fundam Mol Mech Mutagen. 1996;  358 193-198
  • 54 Ho Y S, Dey M S, Crapo J D. Antioxidant enzyme expression in rat lungs during hyperoxia.  Am J Physiol. 1996;  270 L810-L818
  • 55 Preville X, Salvemini F, Giraud S. Mammalian small stress proteins protect against oxidative stress through their ability to increase glucose-6-phosphate dehydrogenase activity and by maintaining optimal cellular detoxifying machinery.  Exp Cell Res. 1999;  247 61-78
  • 56 Gorman A M, Heavey B, Creagh E, Cotter T G, Samali A. Antioxidant-mediated inhibition of the heat shock response leads to apoptosis.  FEBS-Lett. 1999;  445 98-102
  • 57 Park Y M, Han M Y, Blackburn R V, Lee Y L. Overexpression of HSP25 reduces the level of TNFalpha-induced oxidative damage biomarker, 8-hydroxy-2′deoxyguanosine, in L929 cells.  J Cell Physiol. 1998;  174 27-34
  • 58 Wong H R, Menendez I Y, Ryan M A, Denenberg A G, Wispe J R. Increased expression of heat shock protein-70 protects A549 cells against hyperoxia.  Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 1998;  275 L836-L841
  • 59 Satoh M, Hirayoshi K, Yokota S I, Hosokawa N, Nagata K. Intracellular interaction of collagen-specific stress protein HSP47 with newly synthesized procollagen.  J Cell Biol. 1996;  133 469-483
  • 60 Nagata K, Saga S, Yamada K M. A major collagen-binding protein of chick embryo fibroblasts is a novel heat shock protein.  J Cell Biol. 1986;  103 223-229
  • 61 Razzaque M S, Hossain M A, Kohno S, Taguchi T. Bleomycin-induced pulmonary fibrosis in rat is associated with increased expression of collagen-binding heat shock protein (HSP) 47.  Virchows Arch. 1998;  432 455-460
  • 62 Sunamoto M, Kuze K, Tsuji H. Antisense oligonucleotides against collagen-binding stress protein HSP47 suppress collagen accumulation in experimental glomerulonephritis.  Lab Invest. 1998;  78 967-972
  • 63 Bonay M, Soler P, Riquet M, Battesti J P, Hance A J, Tazi A. Expression of heat shock proteins in human lung and lung cancer.  Am J Respir Cell Mol Biol. 1994;  10 453-461
  • 64 Spitz D R, Dewey W C, Li G C. Hydrogen peroxide or heat shock induces resistance to hydrogen peroxide in chinese hamster fibroblasts.  J Cell Physiol. 1987;  131 364-373
  • 65 Wong H R, Mannix R J, Rusnak J M. The heat shock response attenuates lipopolysaccaride-mediated apoptosis in cultured sheep pulmonary artery endothelial cells.  Am J Respir Cell Mol Biol. 1996;  15 745-751
  • 66 Hamilton R FJ, Hazbun M E, Jumper C A, Eschenbacher W L, Holian A. 4-hydroxynonenal mimics ozone-induced modulation of macrophage function ex vivo.  Am J Respir Cell Mol Biol. 1996;  15 275-282
  • 67 Kindas-Mugge I, Pohl W R, Zavadova E. Alveolar macrophages of patients with adult respiratory distress syndrome express high levels of heat shock protein 72 mRNA.  Shock. 1996;  5 184-189
  • 68 Vignola A M, Chanez P, Polla B S, Vic P, Godard P, Bousquet J. Increased expression of heat shock protein 70 on airway cells in asthma and chronic bronchitis.  Am J Respir Cell Mol Biol. 1995;  13 683-691
  • 69 Thrall R S, Barton R W, D'Amato D A, Sulavik S B. Differential cellular analysis of bronchoalveolar lavage fluid obtained at various stages during the development of bleomycin-induced pulmonary fibrosis in the rat.  Am Rev Respir Dis. 1982;  126 488-492
  • 70 Travis E L, Harley R A, Fenn J O, Klobukowski C J, Hargrove H B. Pathologic changes in the lung following single and multi-fraction irradiation.  Int J Radiat Oncol Biol Phys. 1977;  2 475-490
  • 71 Ward H E, Kemsley L, Davies L, Holecek M, Berend N. The pulmonary response to sublethal thoracic irradiation in the rat.  Radiat Res. 1993;  136 15-21
  • 72 Aso Y, Yoneda K, Kikkawa Y. Morphological and biochemical study of pulmonary changes induced by bleomycin in mice.  Lab Invest. 1976;  35 558-568
  • 73 Jones A W, Reeve N L. Ultrastructural study of bleomycin-induced pulmonary changes in mice.  J Pathol. 1978;  124 227-233
  • 74 Guerry-Force M L, Perkett E A, Brigham K L, Meyrick B. Early structural changes in sheep lung following thoracic irradiation.  Radiat Res. 1988;  114 138-153
  • 75 Barnett D. Preclinical toxicology of ifosfamide.  Semin Oncol. 1982;  9 (Suppl 1) 8-13
  • 76 Fahey P J, Utell M J, Mayewski R J, Wandtke J D, Hyde R W. Early diagnosis of bleomycin pulmonary toxicity using bronchoalveolar lavage in dogs.  Am Rev Respir Dis. 1982;  126 126-130
  • 77 Hay J, Shahzeide S, Laurent G. Mechanisms of bleomycin-induced lung damage.  Arch Toxicol. 1991;  65 81-94
  • 78 Kanofsky J R. Singlet oxygen production by bleomycin.  J Biol Chem. 1986;  261 13-546 - 13 550
  • 79 Slosman D O, Costabella P M, Roth M, Werlen G, Polla B S. Bleomycin primes monocytes-macrophages for superoxide production.  Eur Respir J. 1990;  3 772-778
  • 80 Scheule R K, Perkins R C, Hamilton R, Holian A. Bleomycin stimulation of cytokine secretion by the human alveolar macrophage.  Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 1992;  262 L386-L391
  • 81 Colvin M. The comparative pharmacology of cyclophosphamide and ifosfamide.  Semin Oncol. 1982;  9 (Suppl. 1) 2-7
  • 82 Gurtoo H L, Hipkens J H, Sharma S D. Role of glutathione in the metabolism-dependent toxicity and chemotherapy of cyclophosphamide.  Cancer Res. 1981;  41 3584-3591
  • 83 Patel J M, Block E R. Cyclophosphamide-induced depression of the antioxidant defense machanisms of the lung.  Exp Lung Res. 1985;  8 153-165
  • 84 Issels R D, Meier T H, Müller E, Multhoff G, Wilmanns W. Ifosfamide induced stress response in human lymphocytes.  Molec Aspects Med. 1993;  14 281-286
  • 85 Sinha B K, Politi P M. Anthracyclines.  Cancer Chemoth Biol Modif. 1990;  11 45-57
  • 86 Gianni L, Vigano Lanzi L, Niggellar M, Malatesta V. Role of daunosamine and hydroxyacetyl side chain in reaction with iron and lipid peroxidation by anthracyclines.  J Natl Cancer Inst. 1988;  80 1104-1111
  • 87 Gille L, Nohl H. Analyses of the molecular mechanism of adriamycin-induced cardiotoxicity.  Free Radic Biol Med. 1997;  23 775-782
  • 88 Krishna M C, DeGraff W, Tamura S. Mechanisms of hypoxic and aerobic cytotoxicity of mitomycin C in chinese hamster V79 cells.  Cancer Res. 1991;  51 6622-6628
  • 89 Murrell G AC, Francis M JO, Bromley L. Modulation of fibroblast proliferation by oxygen free radicals.  Biochem J. 1990;  265 659-665
  • 90 Fuks Z, Persaud R S, Alfieri A. Basic fibroblast growth factor protects endothelial cells against radiation-induced programmed cell death in vitro and in vivo.  Cancer Res. 1994;  54 2582-2590
  • 91 Cochrane C G. Mechanisms of oxidant injury of cells.  Molec Aspects Med. 1991;  12 137-147
  • 92 Lelli J L, Becks L L, Dabrowska M I, Hinshaw D B. ATP converts necrosis to apoptosis in oxidant-injured endothelial cells.  Free Radic Biol Med. 1998;  25 694-702
  • 93 Roitt I M, Brostoff J, Male D K. Kurzes Lehrbuch der Immunologie. Stuttgart, New York; Georg Thieme Verlag 1991: 79-114
  • 94 Elias J A, Schreiber A D, Gustilo K. Differential interleukin-1 elaboration by unfractionated and density fractionated human alveolar macrophages and blood monocytes: relationship to cell maturity.  J Immunol. 1985;  135 2198-2204
  • 95 Weswers M D, Herzyk D J. Alveolar macrophages differ from blood monocytes in human IL-1 beta release. Quantitation by enzyme-linked immunoassay.  J Immunol. 1989;  143 1635-1641
  • 96 O'Brien-Ladner A, Nelson M E, Kimler B F, Wesselius L J. Release of interleukin-1 by human alveolar macrophages after in vitro irradiation.  Radiat Res. 1993;  136 37-41
  • 97 Parola M, Pinzani M, Casini A. Stimulation of lipid peroxidation or 4-hydroxynonenal treatment increases procollagen alpha (I) gene expression and synthesis in human liver fat storing cells.  Biochem Biophys Res Commun. 1993;  194 1044-1050
  • 98 Curzio M. Interaction between neutrophils and 4-hydroxyalkenals and consequences on neutrophil motility.  Free Radic Res Commun. 1988;  5 55-66
  • 99 Curzio M, Esterbauer H, Dianzani M U. Chemotactic acitivty of hydroxyalkenals on rat neutrophils.  Int J Tissue React. 1985;  7 137-142
  • 100 Schreck R, Rieber P, Baeuerle P A. Reactive oxygen intermediates as apparently widely used messengers in the acitvation of NF-kappa B transcription factor and HIV-1.  EMBO Journal. 1991;  10 2247-2258
  • 101 Datta R, Hallahan D E, Kharbanda S M. Involvement of reactive oxygen intermediates in the induction of c-jun gene transcription by ionising radiation.  Biochemistry. 1992;  31 8300-8306
  • 102 Tischer E, Mitchell R, Hartman T. The human gene for vascular endothelial growth factor. Multiple protein forms are encoded through alternative exon splicing.  J Biol Chem. 1991;  266 11-947 - 11 954
  • 103 Messer G, Weiss E H, Baeuerle P A. Tumor necrosis factor beta (TNF-beta) induces binding to the NF-kappa B transcription factor to a high-affinity kappa B element in the TNF-beta promoter.  Cytokine. 1990;  2 1-9
  • 104 Libermann T A, Baltimore D. Acitvation of the interleukin-6 gene expression through the NF-kappa B transcription factor.  Mol Cell Biol. 1990;  10 2327-2334
  • 105 Kim S J, Dehnez F, Kim K Y, Holt J T, Sporn M B, Roberts A B. Acitvation of the second promoter of the transforming growth factor-beta1 gene by transforming growth factor-beta1 and phorbol ester occurs through the same target sequences.  J Biol Chem. 1989;  264 19-373 - 19 378
  • 106 Lin X, Wang Z, Gu L, Deuel T F. Functional analysis of the human platelet-derived growth factor A-chain promoter region.  J Biol Chem. 1992;  267 25-614 - 25 619
  • 107 Bonizzi G, Dejardin E, Piret B, Piette J, Merville M P, Bours V. Interleukin-1 induces nuclear factor kappaB in epithelial cells independently of the production of reactive oxygen intermediates.  Eur J Biochem. 1996;  242 544-549
  • 108 Duckett C S, Perkins N D, Leung K, Agranoff A B, Nabel G J. Cytokine induction of nuclear factor kappaB in cycling and growth-arrested cells. Evidence for cell cycle-independent activation.  J Biol Chem. 1995;  270 18-836 - 18 840
  • 109 Staal F JJ, Roederer M, Herzenberg L A. Intracellular thiols regulate the activation of nuclear factor Kappa B and transcription of human immunodeficiency virus.  Proc Natl Acad Sci USA. 1990;  87 9943-9949
  • 110 Burdon R H. Superoxide and hydrogen peroxide in relation to mammalian cell proliferation.  Free Radic Biol Med. 1995;  18 775-794
  • 111 Babior B M. Oxygen-dependent microbial killing by phagocytes.  N Engl J Med. 1978;  298 659-668
  • 112 Weiss S S. Tissue destruction by neutrophils.  N Engl J Med. 1989;  320 365-376
  • 113 Behr J. Interstitielle Lungenerkrankungen und Oxidanzienbelastung. Pathogenetisches Bindeglied zwischen Alveolitis und Fibroblastenstimulation.  Fortschr Med. 1998;  116 41-42
  • 114 Fox R B, Hoidal J R, Brown D M, Repine J E. Pulmonary inflammation due to oxygen toxicity: involvement of chemotactic factors and polymorphonuclear leukocytes.  Am Rev Respir Dis. 1981;  123 521-523
  • 115 Biemond P, Van Eijk H G, Swaak A JG, Koster J F. Iron mobilization from ferritin by superoxide derived from stimulated polymorphonuclear leukocytes: Possible mechanisms in inflammation disease.  J Clin Invest. 1984;  73 1576-1579
  • 116 Gutteridge J MC. Iron promoters of the Fenton reaction and lipid peroxidation can be released from haemoglobin by peroxides.  FEBS-Lett. 1986;  201 291-295
  • 117 Gorbunov N V, Elsayed N M, Kisin E R, Kozlov A V, Kagan V E. Air blast-induced pulmonary oxidativ stress: Interplay among hemoglobin, antioxidants, and lipid peroxidation.  Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 1997;  272 L320-L334
  • 118 Prober J S, Bevilacqua M P, Mendrick D C, Lapierre L A, Fiers W, Gimbrone J. Two distinct monokines, interleukin 1 and tumour necrosis factor, each independently induce biosynthesis and transient expression of the same antigen on the surface of cultured human vascular endothelial cells.  J Immunol. 1986;  136 1680-1687
  • 119 Meier B, Radeke H H, Selle S. Human fibroblasts release active oxygen species in response to interleukin-1 and tumour necrosis factor.  Biochem J. 1989;  263 539-545
  • 120 Friedl H P, Till G O, Ryan U S, Ward P A. Mediator-induced activation of xanthine oxidase in endothelial cells.  FASEB J. 1989;  3 2512-2518
  • 121 Phan S H, Gannon D E, Varani J, Ryan U S, Ward P A. Xanthine oxidase acticity in rat pulmonary artery endothelial cells and its alterations by activated neutrophils.  Am J Pathol. 1989;  134 1201-1211
  • 122 Halliwell B. Antioxidants and human disease: a general introduction.  Nutr Rev. 1997;  55 44-49
  • 123 Unemori E N, Bouhana K S, Werb Z. Vectorial secretion of extracellular matrix proteins, matrix-degrading proteinases, and tissue inhibitor of metalloproteinase by endothelial cells.  J Biol Chem. 1990;  265 445-451
  • 124 Elias J A, Zitnik R, Ray P. Fibroblast immune-effector function. In: Phipps, R Pulmonary fibroblast heterogeneity. Boca Raton; CRC Press 1992: 295-322
  • 125 Burdon R H, Rice-Evans C. Free radicals and the regulation of mammalian cell proliferation.  Free Radic Res Commun. 1989;  6 345-358
  • 126 Travis E L, Down J D. Repair in mouse lung after split doses of X rays.  Radiat Res. 1981;  87 166-174
  • 127 Franko A J, Sharplin J. Development of fibrosis after lung irridation in relation to inflammation and lung function in a mouse strain prone to fibrosis.  Radiat Res. 1994;  140 347-355
  • 128 Rubin P, Finkelstein J, Shapiro D. Molecular biology mechanisms in the radiation induction of pulmonary injury syndromes: interrelationship between the alveolar macrophage and the septal fibroblast.  Int J Radiat Oncol Biol Phys. 1992;  24 93-101
  • 129 Piguet P F, Kaufman S, Barazzone C, Muller M, Ryffel B, Eugster H P. Resistance of TNF/LT alpha double deficient mice to bleomycin-induced fibrosis.  Int J Exp Pathol. 1997;  78 43-48
  • 130 Thrall R S, Vogel S N, Evans R, Shultz L D. Role of tumor necrosis factor-α in the spontenaeous development of pulmonary fibrosis in viable motheaten mutant mice.  Am J Pathol. 1997;  151 1303-1310

T. Beinert

Medizinische Klinik und Poliklinik m.S. Hämatologie und Onkologie

CharitÉ, Campus Mitte

10115 Berlin

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