Infektionsdiagnostik in der Pneumologie

Einleitung

In den aktuellen Statistiken zählen untere Atemwegsinfektionen nach kardiovaskulären und malignen Krankheiten zu den häufigsten Todesursachen weltweit [1]. Jährlich versterben ca. 5,2 Millionen Menschen an einer Pneumonie, davon waren in Deutschland im Jahr 2007 mehr als 21 000 Menschen betroffen. Die Tendenz ist in Deutschland ansteigend [2]. In den kommenden 40 Jahren wird sich die Anzahl ambulant erworbener Pneumonien in Deutschland möglicherweise gegenüber dem heutigen Stand verdreifachen [3].

Im ersten Teil dieser Übersichtsarbeit wurden aktuelle Methoden zur Infektionsdiagnostik in der Pneumologie vorgestellt [4]. Der zweite Teil konzentrierte sich auf die Diagnostik von pulmonalen Infektionskrankheiten bei ausgewählten bakteriellen Mikroorganismen [5]. In diesem dritten Teil wird die häufig therapierelevante Abgrenzung der Kolonisation von einer Infektion durch humanpathogene Viren und Pilze behandelt. Im klinischen Alltag ist diese Abgrenzung schwierig, vor allem bei schwerkranken Patienten, die auf der Intensivstation und Intermediate-Care-Station behandelt werden.

Respiratorische Viren

Mikrobiologie

Viren als Erreger von Atemwegsinfektionen sind ca. 30 bis 250 nm große infektiöse Partikel, die aus Proteinen bestehen und teilweise von einer Lipidmembran umgeben sind, die als Hülle oder engl. Envelope bezeichnet wird. Sie enthalten nur eine Art der Nukleinsäure als Erbinformation, entweder RNA oder DNA. Sie vermehren sich nicht durch Teilung wie Bakterien oder Pilze, sondern replizieren sich in lebenden Zellen, die sie infizieren [6].

Epidemiologie

Virale Atemwegsinfektionen gehören weltweit zu den wichtigsten Ursachen akuter Morbidität [7]. Es wurden bislang über 200 unterschiedliche Erreger isoliert, die häufigsten sind in absteigender Reihenfolge: Rhinoviren (mehr als 100 Serotypen), Influenza (A bis C), Respiratorisches Synzytialvirus (RSV; A und B), Coronaviren (HCoV-229E, -OC43, -NL63, -HKU1, SARS-CoV), Parainfluenzaviren [6] [7] [8] [9], humanes Metapneumovirus, Adenoviren (mehr als 50 Serotypen) sowie die kürzlich identifizierten Bocaviren.

Während der Hauptsaison (Herbst und Frühjahr) verursachen Atemwegsviren über 80 % aller Episoden der akuten Rhinopharyngitis. Bei der akuten Tracheobronchitis und der akuten Exazerbation der COPD werden sie in bis zu 50 % [8] [9], bei Asthmaanfällen in bis zu 85 % [10] der Fälle nachgewiesen. Bei der ambulant erworbenen Pneumonie geht man in bis zu 20 % der Fälle von einer viralen Genese aus [11].

Symptome/Klinik

Symptome viraler Atemwegsinfekte entwickeln sich üblicherweise 1 – 2 Tage nach Infektion, erreichen ihren Höhepunkt an Tag 3 – 4 und verschwinden nach ca. 1 Woche. Das Maximum der Virusfreisetzung findet sich schon nach 2 – 3 Tagen, sodass die Patienten vor allem in der Anfangsphase der Infektion ansteckend sind. Bei der Rhinopharyngitis stehen Fließschnupfen, Behinderung der Nasenatmung und Halsschmerzen im Vordergrund. Komplizierend kann die Infektion auch auf die Nasennebenhöhlen übergehen. Bei der Tracheobronchitis kommt ein trockener Husten hinzu. Bei der Exazerbation der COPD ist der Husten oft produktiv, der Auswurf mukopurulent. Häufig findet sich eine Zunahme der Dyspnoe. Beim Asthmaanfall steht die Luftnot ganz im Vordergrund. Begleitend kann es zu nicht-respiratorischen Symptomen in Form von Kopf-, Muskel- und Gelenkschmerzen kommen.

Diagnostik

Es gibt direkte und indirekte Nachweisverfahren, deren Sensitivität und Spezifität für die einzelnen Viren sehr unterschiedlich sein können. Eine detaillierte Übersichtsarbeit zum Nachweis von Atemwegsviren ist in dieser Zeitschrift vor kurzem erschienen [12]. Kurz zusammengefasst gehören zu den direkten Verfahren die Viruskultur, die direkte Immunfluoreszenz, ELISA-basierte Verfahren und der Nachweis viraler Nukleinsäuren. Die Antikörperserologie stellt ein indirektes Nachweisverfahren dar.

Ein allgemein anerkannter diagnostischer Goldstandard ist nicht verfügbar. Die Viruskultur sowie Serologien werden in der Praxis kaum noch eingesetzt.

Für den Nachweis von Influenza-Viren und RSV gibt es Schnelltests mit ausreichender bis hoher Sensitivität und Spezifität. Die in Deutschland verwendeten Influenza-Schnelltests haben allerdings nur eine eingeschränkte Sensitivität für nH1N1. Laut Untersuchungen der CDC (www.cdc.gov) scheint dies mit der Viruslast zusammenzuhängen. Ist diese niedrig, dokumentieren die für den Nachweis der saisonalen Influenza entwickelten Tests häufig ein falsch negatives Testergebnis bei Patienten mit akuten nH1N1-Infektionen.

Für eine exakte, sensitive und sehr spezifische Diagnostik steht als Verfahren der Wahl der Nukleinsäurenachweis zur Verfügung. Dieser kann innerhalb eines Arbeitstages aus Nasenlavage, Sputum, Trachealsekret (TS) oder bronchoalveolärer Lavage-Flüssigkeit (BALF) Viren verlässlich nachweisen (s. [Tab. 1]).

Tab. 1 Möglichkeiten des Virusnachweises und ihre Bedeutung für die Differenzierung von pulmonalen Infektionen und Kolonisationen.

	Verfahren	Material	Ergebnis nach	Spektrum	Differenzierung Infektion/Kolonisation
Direkter Virusnachweis	Viruskultur	BALF, TS, Rachenspülwasser, Nasenrachenabstrich, Bläschenflüssigkeit oder Abstrich, (Blut, eventuell für CMV)	1 – 2 Wochen	Influenza, Parainfluenza, Adeno-,RSV, hMPV, HSV, VZV, CMV, Rhino-, Enteroviren	hinweisend auf eine pulmonale Infektion, wenn aus dem tiefen Respirationstrakt (aber nicht beweisend)
	Shell-Vial Assay	BALF ,TS, Rachenspülwasser, Nasenrachenabstrich, (Blut)	1 – 2 Tage	CMV, VZV, HSV,RSV, Adenoviren	hinweisend auf eine pulmonale Infektion, wenn aus dem tiefen Respirationstrakt (aber nicht beweisend)
	direkte Immunfluoreszenz	BALF ,TS, Rachenspülwasser, Nasenrachenabstrich	1 – 2 Stunden	Influenza, Parainfluenza, Adeno-,RSV, hMPV, HSV, VZV, CM-Viren	hinweisend auf eine pulmonale Infektion, wenn aus dem tiefen Respirationstrakt (aber nicht beweisend)
	ELISA/Immunchromatografie	BALF ,TS, Rachenspülwasser, Nasenrachenabstrich	15 min.	Influenza, RSV	hinweisend auf eine pulmonale Infektion, wenn aus dem tiefen Respirationstrakt (aber nicht beweisend)
	Nachweis viraler Nukleinsäuren	BAFL ,TS, Rachenspülwasser, Nasenrachenabstrich	4 – 8 Stunden	alle	hinweisend auf eine pulmonale Infektion, wenn aus dem tiefen Respirationstrakt (aber nicht beweisend). Cave: Herpesviren, RSV und Adenoviren können persistieren. Bei nicht akuter Klinik auch latente Infektionen möglich.
	CMV pp65-Antigen	Vollblut	1 Tag	CMV	beweisend für eine CMV-Infektion (aber nicht für eine pulmonale Beteiligung)
	histologischer/zytologischer Nachweis	Lungenbiopsie, BALF	1 Tag	CMV, HSV	beweisend für eine akute Infektion
Indirekter Virusnachweis	Serologie	Serum	Titeranstieg nach 2 Wochen	Influenza, Parainfluenza, Adeno-, Rhino-, Corona-, RS-Viren	nicht hilfreich für die Akutdiagnostik
ELISA: Enzyme Linked Immunosorbent Assay, TS: Trachealsekret, BALF: bronchoalveoläre Lavage Flüssigkeit, PCR: Polymerase-Kettenreaktion.

Kriterien für die Unterscheidung von Kolonisation und Infektion

Viren können ihren Wirt nicht im eigentlichen Sinne kolonisieren, sie können aber chronisch-persistierende und latente Infektionen ausbilden. Sowohl bei ambulanten [13] als auch bei stationären Patienten mit COPD [8] lässt sich häufig auch in der stabilen Phase RSV mittels PCR nachweisen. Durch quantitative Viruslastbestimmung (Real-time PCR) wurde gezeigt, dass bei diesen Patienten die Viruslast sehr niedrig ist, was für eine chronisch-persistierende Infektion durch RSV spricht [14]. Im Gegensatz dazu findet man z. B. bei einer akuten Influenza ca. 100 000-mal mehr virale DNA-Kopien im induzierten Sputum [15].

Um also zwischen akuter, latenter oder chronisch-persistierender viraler Atemwegsinfektion unterscheiden zu können, bedarf es der Bestimmung der Anzahl von Genomäquivalenten (Viruslast), vorzugsweise im induzierten Sputum oder der BALF. Im klinischen Alltag ist eine solche Unterscheidung jedoch in der Regel nicht erforderlich, vielmehr gilt z. B. bei einem symptomatischen Patienten der qualitative Nachweis des Influenza-Virus als diagnostisch.

Therapieindikationen

Aktuell gibt es nur sehr limitierte antivirale Therapieoptionen. Zugelassene antivirale Medikamente gibt es nur für Influenza-Viren und RSV. Präventiv kommt vor allem der Impfung eine große Bedeutung zu [16]. Zur Therapie latenter oder chronisch-persistierender viraler Atemwegsinfektionen beim Menschen gibt es bislang noch keine gesicherten Erkenntnisse (s. [Tab. 3]).

Fazit für die Praxis

Respiratorische Viren gehören zu den häufigsten Erregern oberer und unterer Atemwegsinfektionen. In den meisten Fällen handelt es sich um selbstlimitierende Erkrankungen. Vor allem bei Patienten mit pulmonalen und/oder extrapulmonalen Grunderkrankungen können die Verläufe jedoch schwerwiegender sein. Einen diagnostischen Goldstandard gibt es aktuell nicht. In Zukunft werden Schnelltestverfahren und quantitative Nukleinsäureamplifikationsverfahren zunehmend für die Diagnostik eingesetzt werden. Im klinischen Alltag ist ein qualitativer Erregernachweis in der Regel ausreichend.

Herpesviren

Mikrobiologie

Herpesviren sind behüllte DNA-Viren, die nach der Primärinfektion latent im Körper verbleiben und – vor allem bei Immunsuppression – reaktivieren können. Eine Reaktivierung kann subklinisch oder mit klinischer Symptomatik verlaufen. Von den bekannten Herpesviren spielen im Respirationstrakt vor allem das Zytomegalievirus (CMV), das Herpes-simplex-Virus (HSV) und das Varizella-Zoster-Virus (VZV) eine Rolle [17]. Bei anderen Herpesviren (Epstein-Barr-Virus, Humane Herpesviren-6 und -7) ist eine Manifestation im Respirationstrakt bei nicht Immunsupprimierten selten. Sie können im Rahmen einer infektiösen Mononukleose bzw. eines Dreitagefiebers auftreten [18] [19]. Da die letztgenannten Herpesviren für die respiratorische Diagnostik eine untergeordnete Rolle spielen, wird auf sie im Folgenden nicht spezifisch eingegangen. Die Diagnostik entspricht im Wesentlichen der Diagnostik bei Herpes-simplex-Virus.

Epidemiologie

Die Durchseuchung der erwachsenen Bevölkerung mit HSV, VZV und CMV ist mit 40 bis 95 % hoch [20] [21] [22]. HSV-Infektionen des Respirationstraktes werden meist durch HSV-1 verursacht und treten in der Regel bei immunsupprimierten oder intensivpflichtigen Patienten auf [21] [23] [24]. Bei Langzeitbeatmung tritt häufig eine HSV-Reaktivierung im Respirationstrakt auf. Ihre klinische Relevanz hängt wahrscheinlich vom Ausmaß der Virusreplikation ab [25] [26]. CMV-Pneumonien treten selten bei immunkompetenten, aber häufig bei immunsupprimierten Personen auf [22] [27]. VZV-Pneumonien sind eine seltene Komplikation der Windpocken bei immunkompetenten Kindern. Häufiger treten sie jedoch als ernsthafte Komplikation bei gesunden Erwachsenen und bei immunsupprimierten Patienten mit Windpocken auf, seltener bei disseminiertem Herpes zoster [20] [27] [28].

Symptome und Klinik

HSV, VZV und CMV können eine Pneumonie verursachen. Bei VZV-Pneumonie ist meist gleichzeitig ein Varizellen-Exanthem oder ein Herpes zoster vorhanden [20] [28]. Bei HSV kann auch eine hämorrhagische Tracheobronchitis auftreten [29] (s. [Tab. 2]). Ob HSV zu Mortalität und Morbidität von intensivpflichtigen Patienten beiträgt oder nur den Schweregrad der akuten Erkrankung widerspiegelt, ist umstritten [24] [30].

Tab. 2 Pulmonale Erkrankungen durch Herpesviren.

Virus	Pathologie im Respirationstrakt	Bevorzugt betroffene Patienten	Virologische Diagnostik
CMV	Pneumonie	Immunsupprimierte	Virusnachweis aus Blut (CMV pp65-Antigen), Virusnachweis aus respiratorischen Sekreten, v. a. bronchoalveoläre Lavageflüssigkeit (PCR, Antigennachweis, Virusanzucht)
VZV	Pneumonie	Kinder, Immunsupprimierte	Virusnachweis aus respiratorischen Sekreten, v. a. bronchoalveoläre Lavageflüssigkeit (PCR, Antigennachweis, Virusanzucht)
HSV	Pneumonie, hämorrhagische Tracheobronchitis	Immunsupprimierte, intensivpflichtige Patienten	Virusnachweis aus respiratorischen Sekreten, v. a. bronchoalveoläre Lavage flüssigkeit (PCR, Antigennachweis, Virusanzucht)

Diagnostik

Respiratorische Materialien (Nasen-/Rachenabstrich, Trachealabstrich, bronchoalveoläre Lavage) eignen sich zum Virusnachweis, wobei eine bronchoalveoläre Lavage zu bevorzugen ist, weil asymptomatische Ausscheidung (vor allem HSV) im Oropharyngealtrakt vorkommt. Als Methoden stehen zur Verfügung: Antigennachweis mit spezifischen, fluoreszenzmarkierten Antikörpern (direkter Immunfluoreszenztest, IFT), Virusanzucht (traditioneller Goldstandard der Virusdiagnostik) und Nachweis viraler Nukleinsäuren z. B. mittels PCR (s. [Tab. 1]). Sensitivität und Spezifität von IFT sind gut, die der Virusanzucht möglicherweise noch etwas besser [31]. Die PCR hat eine noch höhere Sensitivität und auch eine hohe Spezifität [32] [33] [34] [35] [36].

Bei CMV steht zusätzlich der Nachweis von CMV pp65-Antigen oder DNA im Blut zur Verfügung [27] (s. [Tab. 1]).

Serologisch können ein IgM-Nachweis oder IgG-Titeranstieg zwar als Hinweis auf eine aktive Infektion gewertet werden, sind allerdings bei der hauptsächlich betroffenen Patientengruppe (Immunsupprimierte) nicht diagnostisch verwertbar [27] [37] [38] [39].

Virale Pneumonien manifestieren sich häufig durch interstitielle Infiltrate. Grundsätzlich sind radiologische Verschattungsmuster jedoch unspezifisch [24] [27] [28] [38].

Bei HSV können bronchoskopisch ein Schleimhautödem oder -erythem, Ulzerationen oder eine hämorrhagische Tracheobronchitis wegweisend sein [24].

Der HSV-Nachweis mittels Zytologie ist weniger sensitiv als die Virusanzucht, jedoch spezifisch für eine Infektion des Gewebes [24]. Der histologische Nachweis in der Lungenbiopsie ist beweisend für eine CMV-Pneumonie, während die Zytologie aus der BALF zwar spezifisch, aber wenig sensitiv ist [38] (s. [Tab. 1]).

Kriterien für die Unterscheidung einer asymptomatischen Virusausscheidung von einer Infektion

Aus respiratorischen Sekreten können die genannten Labormethoden den Virusnachweis erbringen, aber nicht zwischen einer symptomatischen Infektion oder asymptomatischen Ausscheidung bei latenter Infektion bzw. einer subklinischen Reaktivierung unterscheiden. Bei CMV ermöglicht der zusätzliche Nachweis von pp65-Antigen im Blut, dessen Präsenz immer auf aktive Virusreplikation hinweist, die Diagnose einer aktiven Infektion.

HSV: Ein direkter Virusnachweis aus respiratorischen Sekreten oder Abstrichen des tiefen Respirationstrakts zeigt in der Regel eine aktive Infektion an. Orale HSV-Ausscheidung kommt auch bei asymptomatischen Personen vor [40] [41] und kann einerseits zu einer Kontamination der tiefen respiratorischen Materialien bei der Materialgewinnung, andererseits aber auch zu einer Infektion des tiefen Respirationstrakts führen [42]. Wahrscheinlich wird die Quantifizierung der Viruslast mittels quantitativer PCR ähnlich wie im Blut auch in respiratorischen Sekreten einen Fortschritt bei der Diagnostik bringen, da hohe Viruslast eher mit einer aktiven Virusreplikation und klinisch relevanten Infektion bzw. Mortalität korreliert [26] [27] [43]. Randomisierte placebokontrollierte Studien zur Wirkung einer Aciclovir-Therapie bei intensivpflichtigen Patienten mit HSV-Nachweis im Respirationstrakt fehlen. Die bisherigen diesbezüglichen Studien erbrachten unterschiedliche Ergebnisse [24]. Immunsupprimierte und intensivpflichtige Patienten mit Zeichen einer pulmonalen Infektion, bei denen HSV das einzige nachgewiesene Pathogen ist, sollten behandelt werden [24] (s. [Tab. 3]).

CMV: Der Nachweis von CMV pp65-Antigen oder einer hohen Viruslast mittels PCR im Blut ist meist mit einer aktiven Infektion verbunden. Der Nachweis von CMV pp65-Antigen im Blut kombiniert mit einem CMV-Nachweis in der BALF (mittels IFT, Virusanzucht oder PCR) belegt eine pulmonale CMV-Infektion [41]. Der CMV-Nachweis in der BALF kann aber auch ohne periphere Virämie Ausdruck einer CMV-Pneumonitis sein [44]. Auch hier kann die Quantifizierung der CMV-Viruslast im respiratorischen Material bezüglich der Frage asymptomatische Ausscheidung vs. Infektion weiterhelfen [45] [46] [47] [48]. Allerdings ist die Frage, bis zur welcher Viruslast von asymptomatischer Virusausscheidung im Rahmen der latenten Infektion auszugehen ist bzw. ab welcher Viruslast eine aktive Infektion vorliegt, zur Zeit noch ungeklärt. Zur Etablierung eines Cut-offs der Viruslast für eine aktive Infektion sind Studien erforderlich, die klinische Symptomatik und Verlauf mit der Höhe der Viruslast im Respirationstrakt korrelieren.

Bei HSV und CMV ist der histologische Nachweis in der Lungenbiopsie wegweisend für eine Infektion [24] [38], wird jedoch aufgrund der Invasivität selten durchgeführt (s. [Tab. 3]).

VZV: Der Virusnachweis im Respirationstrakt ist diagnostisch, da keine asymptomatische Ausscheidung bekannt ist [49] (s. [Tab. 3]).

Tab. 3 Übersichtstabelle zur Therapieindikation bei ausgewählten Virusinfektionen.

Erreger	Klare Therapieindikation	Keine Therapieindikation	Unklare Therapieindikation
Respiratorische Viren	hohe Viruslast aus induziertem Sputum oder bronchoalveolärer Lavage (z. B. Influenza-Virus, RSV) positiver Virusschnelltest im Zusammenhang mit typischer Klinik → Akute Infektion	Ohne klaren Virusnachweis keine spezifische Therapie!	niedrige Viruslast aus induziertem Sputum oder bronchoalveolärer Lavage (z. B., Adenovirus, RSV) → latente/chronische-persistierende Infektion zur Zeit keine sichere Therapieindikation, im Einzelfall aber abzuwägen
Herpesviren	klinische oder radiologische Zeichen einer pulmonalen Infektion plus CMV: 1. histologischer oder zytologischer Nachweis 2. Nachweis von pp65-Antigen im Blut oder hohe Viruslast* (PCR) 3. Nachweis aus dem tiefen Respirationstrakt mit hoher Viruslast* (PCR) oder Virusanzucht HSV: 1. histologischer oder zytologischer Nachweis 2. direkter Virusnachweis aus respiratorischen Sekreten oder Abstrichen des tiefen Respirationstrakts (IFT, PCR – hohe Viruslast*) VZV: direkter Virusnachweis aus respiratorischen Sekreten oder Abstrichen des tiefen Respirationstrakts (IFT, PCR)	alleiniger Nachweis von IgM-Antikörpern bei Immunsupprimierten	bei Immunsupprimierten Patienten oder intensivpflichtigen Patienten CMV: alleiniger Nachweis von CMV im tiefen Respirationstrakt (PCR) mit niedriger Viruslast (wenn PCR bzw. pp65 Antigen im Blut negativ ist) HSV: Nachweis von DNA im oberen oder tiefen Respirationstrakt (PCR) mit niedriger Viruslast
* Ein allgemeingültiger Cut-off für eine hohe Viruslast existiert bislang nicht. Dieser muss daher laborspezifisch festgelegt werden. ELISA: Enzyme Linked Immunosorbent Assay, TS: Trachealsekret, BALF: bronchoalveoläre Lavage Flüssigkeit, PCR: Polymerase-Kettenreaktion.

Fazit für die Praxis

Nachweise von Herpesviren aus dem Respirationstrakt sollten ernst genommen werden. In Zukunft wird der quantitative Erregernachweis mittels PCR die Unterscheidung zwischen asymptomatischer Ausscheidung und aktiver Infektion erleichtern. Eine antivirale Behandlung ist wahrscheinlich indiziert, wenn klinische Symptome vorliegen, eine hohe Viruslast vorliegt oder der Patient immunsupprimiert oder schwergradig erkrankt ist.

Aspergillus-Infektionen

Mikrobiologie

Aspergillus spp. gehört zur Klasse der Deuteromyceten. Die Sporen bzw. Konoiden mit einem Durchmesser von 2 – 3 µm sind sehr widerstandsfähig gegenüber höheren Temperaturen, Austrocknung oder Desinfektionsmittel [50]. Sind ausreichend Wasser und Nährstoffe in der Umgebung vorhanden, kommt es zur Keimung der Sporen und zur Bildung von einzelnen Hyphen. Die Hyphen verzweigen sich und bilden Hyphengeflechte aus, die auch als Myzel bezeichnet werden. An der Oberfläche des Myzels bilden sich einzelne Konidiophoren aus. Pro Konidiophore werden bis zu 10 000 neue Sporen gebildet und durch Luftverwirbelungen im Raum verteilt. Aufgrund der geringen Größe halten sich die Sporen lange Zeit in der Luft. In geschlossenen Räumen erreicht der Pilz Sporenkonzentrationen von etwa 100/m³. Aspergillus spp. leben praktisch in allen sauerstoffreichen Umgebungen, gewöhnlich auf kohlenhydratreichen Substraten. Hauptreservoir sind gelagerte pflanzliche Substanzen (z. B. Heu, Korn, Kompost). Deshalb gehören Pflanzen, insbesondere Topfpflanzen, nicht in die Krankenzimmer von immunsupprimierten Patienten [51].

Neben Aspergillus fumigatus, verantwortlich für ca. 90 % der pulmonalen Erkrankungen, können von den ca. 250 Aspergillus-Spezies außerdem A. niger, A. nidulans, A. clavatus, A. flavus, A. terreus und A. ustus Infektionen beim Menschen verursachen.

Symptome und Klinik

Die klinischen Symptome, Untersuchungsbefunde und radiologischen Veränderungen ([Abb. 1]) sind in Abhängigkeit von der Aspergillus-assoziierten Erkrankung variabel.

Abb. 1 Typische CT-morphologische Veränderungen der Lunge bei Erkrankungen durch Aspergillus spp.

Invasive Aspergillose

Die inhalierten Sporen werden bei immunkompetenten Patienten durch Alveolarmakrophagen abgetötet. Besteht jedoch eine extreme Exposition oder liegt eine immunsupprimierende Erkrankung vor, so können die Sporen zu Hyphen heranreifen, an deren Abwehr neutrophile Granulozyten und T-Lymphozyten beteiligt sind. Während des Hyphen-Wachstums werden zahlreiche Metabolite, wie Komplement-Inhibitoren, Proteasen, Mykotoxine, wie Gliotoxin und Aflatoxin gebildet. Insbesondere das Gliotoxin hat immunsupprimierende Wirkung [52] [53]. Die häufigsten Risikofaktoren für eine invasive Aspergillose sind prolongierte und schwere Neutropenie (< 500/µl), systemische Steroidtherapie, Stammzell- und Organtransplantation, fortgeschrittene AIDS-Erkrankung und chronisch granulomatöse Erkrankungen [54] [55] [56] [57] [58] [59].

Das Risiko, an einer invasiven Aspergillose zu erkranken, steigt mit dem Ausmaß und der Dauer der Immunsuppression an. Nach Stammzelltransplantation bei älteren Patienten mit HLA-Mismatch besteht ein deutlich erhöhtes Risiko, innerhalb der ersten 40 Tage nach Transplantation an einer invasiven Aspergillose zu erkranken, wohingegen eine Graft-versus-host-Reaktion oder eine CMV-Infektion ein erhöhtes Risiko für eine invasive Aspergillose in der späten Post-Transplantationsperiode (41. – 100. Tag) darstellen [57].

Die Klinik ist unspezifisch und zeichnet sich durch ein akutes, rasch fortschreitendes Krankheitsbild aus [60]. Die Kombination aus pleuralen atemabhängigen Schmerzen, Dyspnoe und Hämoptysen sollte insbesondere bei Patienten mit Leuko- bzw. Neutropenie an eine angioinvasive Aspergillose denken lassen [61]. Da insbesondere zu einem frühen Zeitpunkt des Krankheitsgeschehens die konventionelle Bildgebung des Thorax noch ohne pathologische Befunde sein kann, sollte bei Verdacht eine Computertomografie des Thorax durchgeführt werden. Hier zeigen sich schon frühzeitig konsolidierende Verschattungen, umgeben von einem Saum mit Milchglastrübung, dem sog. „halo-sign” [62]. Der Saum reflektiert Einblutungen durch Gefäßinvasion von Aspergillus spp. Im späteren Verlauf (insbesondere nach Immunrekonstitution) schmelzen diese Rundschatten ein und es bildet sich das „Sichelzeichen” aus. Weitere typische Zeichen der invasiven Aspergillose sind Noduli, gefäßbegleitende Infiltrate, infarktoide periphere Verschattungen (s. [Abb. 1]). Es gibt jedoch noch eine Vielzahl anderer Manifestationen, keine (auch nicht das „halo-sign”) ist spezifisch. Daher ist eine Erregerdiagnostik erforderlich.

Chronisch-nekrotisierende pulmonale Aspergillose (CNPA)

Von der chronisch-nekrotisierenden pulmonalen Aspergillose (CNPA, syn. semi-invasive pulmonale Aspergillose) sind bevorzugt immundefiziente Patienten mit strukturellen Atemwegs-/Lungenschäden betroffen. Hierzu gehören z. B. alkoholkranke Patienten mit wiederholten Aspirationen, Patienten in fortgeschrittenen Stadien der COPD oder Patienten mit Bronchiektasen aufgrund anderer Ursachen [63]. Darüber hinaus prädisponieren immunsuppressive Medikationen, wie systemische Steroide oder Methotrexat, für eine CNPA [64]. Chronisch-nekrotisierende pulmonale Aspergillosen können auch bei Patienten ohne bekannte Immundefizienz auftreten [65].

Die langsam fortschreitende Erkrankung manifestiert sich klinisch als chronische „Malaise”, ggf. mit Husten, Gewichtsverlust und erhöhten Temperaturen [66]. Das radiologische Bild der CNPA ist gekennzeichnet durch eine über mehrere Wochen oder Monate persistierende Konsolidierung der Lungenoberfelder mit Neigung zur Einschmelzung bzw. Kavernenentwicklung (s. [Abb. 1]). Eine Verdickung der Pleura und eine Infiltration von Mediastinum, Perikard und Thoraxwand sind häufige Begleitbefunde. Die Veränderungen sind in der Regel einseitig [67]. Ferner kann es auch zu endobronchialen Läsionen kommen [65]. Selten kommt es zu einer Penetration in andere Organe. Dann jedoch können klinisch bedrohliche (gelegentlich akute) Komplikationen wie eine Perikarditis konstriktiva, ein Pleuraerguss oder -empyem, eine chronisch fibrosierende Mediastinitis mit akuter Einflussstauung oder ein chronischer Brustwandabszess entstehen. Die definitive Diagnose basiert auf dem histologischen und kulturellen Nachweis von Aspergillus spp. in einer Lungenbiopsie.

Aspergillom

Unter einem Aspergillom versteht man einen saprophytären Aspergillusball in einer präformierten Höhle ohne Angioinvasion (s. [Abb. 1]). Diese bleiben häufig asymptomatisch, können aber auch mit lebensbedrohlichen pulmonalen Blutungen einhergehen, die dann eine notfallmäßige Embolisation oder operative Entfernung notwendig machen.

Bronchozentrische Granulomatose (BCG)

Bei der bronchozentrischen Granulomatose (BCG) handelt es sich um ein seltenes Krankheitsbild einer lokalen IgE-vermittelten Immunantwort gegenüber Aspergillus spp. Radiologisch stellen sich isolierte oder multiple bronchozentrische Nodoli dar [68].

Allergisch bronchopulmonale Aspergillose (ABPA)

Bei immunkompetenten Patienten, bei denen in der Mehrzahl der Fälle jedoch ein Asthma bronchiale oder eine zystische Fibrose [69] vorliegt, kann es bei ausbleibender Gewebsinvasion von Aspergillus spp. auch zu einer allergischen Typ-I/Typ-III-Reaktion nach Coombs und Gell kommen, der allergisch bronchopulmonalen Aspergillose (ABPA). In den meisten Fällen ist die ABPA durch Aspergillus fumigatus hervorgerufen. Aber auch andere Pilze und Mitglieder der Aspergillen können ABPA ähnliche Krankheitsbilder hervorrufen [70] [71]. Die Kriterien zur Diagnose einer ABPA sind in [Tab. 4] zusammengefasst [69] [72] [73]. Bei Nachweis von 6 der 8 Kriterien ist eine ABPA bei Patienten ohne zystische Fibrose weitestgehend als sicher zu diagnostizieren [73]. Greenberger und Kollegen [70] haben zwei unterschiedliche Gruppen von ABPA-Patienten identifiziert: ABPA-Patienten mit zentralen Bronchiektasen und seropositive ABPA-Patienten ohne Bronchiektasen. Liegt ein Asthma bronchiale vor, lassen sich in der Bildgebung jedoch keine Bronchiektasen nachweisen, so reichen folgende Kriterien zur Diagnose einer ABPA: erhöhtes Gesamt-IgE, Sofortreaktion im Hauttest gegen Aspergillus spp., spezifisches IgE oder IgG und komplexbildende Antikörper gegen Aspergillus spp.

Tab. 4 Kriterien zur Diagnose der allergisch bronchopulmonalen Aspergillose (ABPA) bei Asthma-Patienten [72] [73] und Patienten mit zystischer Fibrose, vorgeschlagen durch die Cystic Fibrosis Foundation [69].

Kriterien zur Diagnose einer ABPA bei Patienten ohne zystische Fibrose [72]

Kriterien zur Diagnose einer ABPA bei Patienten mit zystischer Fibrose [69]

– Asthma bronchiale – Sofortreaktion im Hauttest auf Aspergillus spp. – erhöhtes Gesamt-IgE (> 1000 ng/ml) – erhöhtes spezifisches IgE oder IgG gegen Aspergillus spp. – komplexbildende Antikörper gegen Aspergillus spp. – Bluteosinophilie (nicht essenziell für Diagnosestellung) – zentrale Bronchiektasen – infiltrative Veränderungen in der Bildgebung des Thorax (nicht essenziell für Diagnosestellung) Bei Nachweis von 6 der 8 Hauptkriterien ist eine ABPA bei Patienten ohne Zystische Fibrose weitestgehend als sicher zu diagnostizieren [73].

– Zunahme von Symptomen (z. B. Husten, Atemwegsgeräusche, vermehrte Sputumproduktion, Abnahme der körperlichen Belastbarkeit, Verschlechterung der Lungenfunktion) – erhöhtes Gesamt-IgE (> 1200 ng/ml) – Sofortreaktion im Hauttest auf Aspergillus spp. > 3 mm oder erhöhtes spezifisches IgE gegen Aspergillus spp. – mindestens eine der folgenden Befunde: Komplexbildende Antikörper gegen Aspergillus spp. oder erhöhte Aspergillus spezifische IgG Antikörper und/oder Veränderungen in der Bildgebung des Thorax i. s. von Infiltraten, Schleimpfropfbildung in Bronchiektasen, die nicht unter antibiotischer Therapie oder unter Atem-Physiotherapie verschwinden

Exogen allergische Alveolitis (EAA)

Nach inhalativem Kontakt mit Aspergillen können allergische Typ-III-Reaktionen im Sinne einer EAA auftreten. Die Diagnose kann durch eine entsprechende Klinik mit Pneumonie-ähnlichem Krankheitsbild nach erneuter Exposition, dem serologischen Nachweis von Präzipitinen und radiologisch nachweisbaren interstitiellen Infiltraten, vornehmlich die Oberlappen betreffend, gesichert werden (s. [Abb. 1]) [74]. So kann z. B. der Suberosis, einer Form der EAA, die in der korkverarbeitenden Industrie vorkommt, Aspergillus fumigatus als Allergen zugrunde liegen [75]. Aber auch in der Landwirtschaft, insbesondere bei der Bewirtschaftung von Gewächshäusern, sind Erkrankungsfälle beschrieben [76] [77].

Diagnostik

Bei Verdacht auf eine invasive Aspergillose ist eine frühzeitige Diagnose prognostisch entscheidend. Typische, jedoch wie ausgeführt nicht spezifische Frühzeichen in der CT-morphologischen Bildgebung sind Fleckschatten, die von einem Milchglasschatten-Saum umgeben werden (dem so genannten „halo-sign”) [78] [79] (s. [Abb. 1]).

Aspergillus spp. können durch histochemische Silberfärbungen (z. B. der Gridley-Färbung oder der Methenamin-Silberfärbung nach Gomori) nachgewiesen werden. Die einwandfreie Differenzierung findet jedoch erst nach Anzucht, z. B. auf SABOURAUD-Agar-Kulturen bei 25 – 37 °C, innerhalb von ein bis drei Tagen statt. Der kulturelle Nachweis aus Trachealsekret vermag nicht zwischen einer Infektion und einer Kolonisation zu unterscheiden.

Können keine Gewebebiopsien entnommen werden, sollte eine antimykotische Therapie bereits bei der Verdachtsdiagnose einer akuten Aspergillose aufgrund der Anamnese, der Ergebnisse der Thorax-Computertomografie und ggf. des mikrobiologischen Nachweises von Aspergillus aus dem Tracheobonchialsekret eingeleitet werden [79].

Der serologische Nachweis von Galaktomannan durch ELISA wurde insbesondere bei Patienten nach allogener Knochenmarks- oder Stammzelltransplantation und bei neutropenischen Patienten untersucht. In der Studie von Pfeiffer et al. [80] lag die Sensitivität bei 71 % und die Spezifität bei 89 % für kulturell nachgewiesene Infektionsfälle. Ein negativer prädiktiver Wert von 95 –  98 % überzeugt, um eine invasive Aspergillose gegebenenfalls auszuschließen [81]. Zu beachten sind in diesem Zusammenhang falsch positive Testergebnisse z. B. unter Piperacillin-Tazobactam und Amoxicillin-Clavulansäure Therapie [82] [83] [84].

Nukleinsäureamplifikationstechniken haben keinen Stellenwert in der Aspergillusdiagnostik.

Für die Diagnose einer invasiven Aspergillose hat der Nachweis von Galaktomannan aus der bronchoalveolären Lavage sowohl bei neutropenischen als auch bei nicht neutropenischen Patienten eine bessere diagnostische Aussagekraft. Die Sensitivität und Spezifität des Verfahrens liegen bei 76 – 85 % und 94 – 100 % [85] [86] [87].

Der Nachweis von Beta-D-Glucan in Blutserum oder Plasma ist nicht spezifisch für eine Aspergillus-spp.-Infektion, da es sich um ein Zellwandbestandteil vieler Pilze handelt. In den bisher vorliegenden Studien variiert die Sensitivität zwischen 55 – 95 % und die Spezifität zwischen 77 – 96 % [88] [89] [90] [91]. Bei einem negativen prädiktiven Wert von annähernd 100 % ist der Test jedoch geeignet, eine invasive Pilzinfektion annähernd auszuschließen [88] [90] (siehe [Tab. 5]).

Tab. 5 Möglichkeiten des Nachweises von humanpathogenen Pilzen und ihre Bedeutung für die Differenzierung von pulmonalen Infektionen und Kolonisationen.

	Verfahren	Material	Ergebnis nach	Spektrum	Differenzierung Infektion/Kolonisation
Direkter Pilznachweis	Anzucht auf SABOURAUD-Agar	Blut, Serum, Urin, Stuhl, Rachenspülwasser, Sputum, TS, BALF	3 – 7 Tage	vollständig Kulturelle Anzuchtverfahren von Pneumocystis jirovecii sind noch nicht routinemäßig verfügbar	hinweisend für eine akute Infektion, aber nicht beweisend
	Gridley-Färbung	Gewebebiopsien	wenige Stunden	vollständig	beweisend für akute Infektion
	MethenaminSilberfärbung nach GrocottGomori	Gewebsbiopsien, TS, BALF	wenige Stunden	vollständig	bei entsprechender Klinik und Bildgebung bei Nachweis aus Gewebsbiopsien beweisend für eine akute Infektion Cave: Pneumocystis jirovecii können persistieren. Bei fehlender Klinik und unauffälliger Bildgebung: Kolonisation
	Direktnachweis im Immunfluoreszenz-Test	Gewebsbiopsien, TS, BALF	wenige Stunden	Gold-Standard bei Verdacht auf PCP	bei entsprechender Klinik und Bildgebung bei Nachweis aus Gewebsbiopsien beweisend für eine akute Infektion Cave: Pneumocystis jirovecii können persistieren. Bei fehlender Klinik und unauffälliger Bildgebung: Kolonisation
Indirekter Pilznachweis	Galaktomannan-Antigen-Nachweis im ELISA	Serum, TS, Sputum, BALF, Urin, Liquor	wenige Stunden	nur Aspergillus spp. Achtung: falsch positive Ergebnisse möglich unter Piperacillin-Tazobactam und Amoxicillin-Clavulansäure Therapie sowie bei Infektionen mit Penicillium spp. und Histoplasma capsulatum	hinweisend für eine akute Infektion, aber nicht beweisend
	Beta-D-Glucan	Serum, Plasma	wenige Stunden	Zellbestandteil zahlreicher Pilze	hinweisend für eine akute Infektion, aber nicht beweisend
	PCR	Serum, TS, Sputum, BALF, Urin, Liquor, Stuhl	wenige Stunden	unvollständig, bisher meist weder standardisiert noch routinemäßig verfügbar	wenn standardisiert und verfügbar vermutlich hinweisend für eine akute Infektion, aber nicht beweisend
ELISA: Enzyme Linked Immunosorbent Assay, TS: Trachealsekret, BALF: bronchoalveoläre Lavage Flüssigkeit, PCR: Polymerase-Kettenreaktion.

Kriterien für die Unterscheidung von Kolonisation und Infektion

In dem aktuell überarbeiteten Konsensus-Dokument der „Fungal Infectious Cooperative Group” und „National Institute of Allergy and Infectious Diseases Mycoses Study Group (EORTC/MSG)” über die Definition einer invasiven Aspergillusinfektion werden die zu erfüllenden Kriterien einer gesicherten, „proven”, wahrscheinlichen, „probable”, und möglichen, „possible”, invasiven Infektion dargelegt [92]:

• gesicherte invasive Aspergillose: Die Definition verlangt den histo- oder zytopathologischen Nachweis aus infiziertem Gewebe bzw. die kulturelle Anzucht aus bioptisch gewonnenem infizierten Gewebe (ausgenommen sind bronchoalveoläre Lavage, Nasennebenhöhlen und Urin). Positive Blutkulturen stellen immer Kontaminationen dar, daher sind Blutkulturen nicht verwertbar.

• wahrscheinliche invasive Aspergillose: Die Kombination aus Risikofaktoren, wie Immunsuppression, Organ-, Stammzell- oder Knochenmarkstransplantation, entsprechender Klinik bzw. Radiologie und zytologischem, mikroskopischem oder kulturellem Nachweis aus Tracheobronchialsekret und anderen Körperflüssigkeiten machen eine invasive Aspergillose wahrscheinlich. Alternativ zum direkten Nachweis macht auch der indirekte Nachweis von Galaktomannan-Antigen im ELISA oder Beta-D-Glucan eine Infektion mit Aspergillus spp. wahrscheinlich.

• mögliche invasive Aspergillose: Fehlt der direkte oder indirekte Nachweis von Aspergillus spp., liegen jedoch entsprechende Risikofaktoren und eine vereinbare Klinik bzw. Radiologie vor, so muss von der Möglichkeit einer Infektion mit Aspergillus spp. ausgegangen werden (s. [Tab. 6]).

Tab. 6 Übersichtstabelle zur Therapieindikation bei ausgewählten Pilzinfektionen.

Erreger	Klare Therapieindikation	Keine Therapieindikation	Unklare Therapieindikation
Aspergillus fumigatus	1. kulturell aus Biopsien oder histo- bzw. zytopathologischer Nachweis 2. Vorliegen einer suspekten Klinik +/– verdächtigem CT-Befund bei entsprechenden Risikofaktoren (auch bei nicht neutropenischen Patienten) mit direktem oder indirektem Nachweis aus Serum, Plasma, TS, BALF, Urin, Liquor	1. alleiniger kultureller oder mikroskopischer Nachweis von Aspergillus spp. im Bronchialsekret eines immunkompetenten Menschen → Kolonisation	1. Vorliegen von klinischen Symptomen einer Atemwegsinfektion und entsprechenden Risikofaktoren (auch bei nicht neutropenischen Patienten), jedoch ohne direkten oder indirekten Nachweis 2. negativer Antigennachweis im Galaktomannan ELISA; bzw. fehlender Nachweis von Beta-D-Glucan (hoher negativer prädiktiver Wert) bei klinischem Verdacht
Candida-Infektionen	1. histologischer Nachweis invasiven Wachstums 2. kultureller Nachweis aus sterilen Kompartimenten	1. kultureller Nachweis aus respiratorischem Material, inkl. quantitativer Erregernachweis mit > 104[KBE]/ml in der BALF → Kolonisation	1. kultureller Nachweis aus respiratorischem Material bei immunsupprimierten Patienten 2. kultureller Nachweis aus mehreren nichtsterilen Kompartimenten (hoher Kolonisationsindex)
Pneumocystis jirovecii	1. mikroskopischer und/ oder direkter Nachweis in der Immunfluoreszenz 2. Kompatibilität bildgebender Verfahren 3. Immunsuppression 4. radiologischer Befund, Symptome und Klinik (siehe Text) passend zu PCP	1. mikroskopischer und/oder direkter Nachweis in der Immunfluoreszenz und/oder Nachweis von mitochondrialer mRNA in der PCR ohne Entwicklung eines bildgebenden Korrelats und entsprechender Symptome → Kolonisation	1. Kolonisation bei Immunsuppression: Wichtig ist eine genaue klinische Untersuchung, evtl. mit HRCT/Diffusionsmessung, um eine beginnende Infektion nicht zu übersehen. Bei Kolonisation Prophylaxe, bei Infektion Therapie. 2. PCR positiv, Färbung aus technischen Gründen nicht vorhanden: Abhängig von der Klinik
ELISA: Enzyme Linked Immunosorbent Assay, TS: Trachealsekret, BALF: bronchoalveoläre Lavage Flüssigkeit, PCR: Polymerase-Kettenreaktion.

Fazit für die Praxis

Der alleinige Nachweis von Aspergillus spp. aus dem Tracheobronchialsekret reicht für die Diagnose einer invasiven Aspergillose nicht aus. Gesichert ist die invasive Infektion erst durch den histopathologischen bzw. kulturellen Nachweis aus bioptisch gewonnenem infizierten Gewebe. Ein negativer Galaktomannan- bzw. Beta-D-Glucan-Test aus der bronchoalveolären Lavage macht eine invasive Aspergillose unwahrscheinlich. Bei der Verdachtsdiagnose einer invasiven Aspergillus-Infektion müssen Patienten mit entsprechenden Risikofaktoren und typischen radiologischen Befunden für das Vorliegen einer Aspergillus-Infektion auch bei fehlendem Nachweis von Aspergillen umgehend entsprechend antimykotisch behandelt werden.

Candida-Infektionen

Mikrobiologie

Candida spp. sind ubiquitär vorkommende, opportunistische Hefepilze, die vorzugsweise die oropharyngealen, gastrointestinalen und vaginalen Schleimhäute des Wirtsorganismus besiedeln. Ihre Pathogenität ist an prädisponierende Faktoren wie gestörte Mukosabarriere und zelluläres Immundefizit gebunden.

Epidemiologie

Invasive Infektionen gehen bevorzugt vom Magen-Darmtrakt aus und spielen bei Patienten mit Neutropenie, Transplantation, Malnutrition, großen abdominal-chirurgischen Eingriffen und anderen schweren Grunderkrankungen eine Rolle. Auch im Rahmen von Septikämien werden zunehmend Pilze nachgewiesen. So lag die Rate von Pilznachweisen in einer aktuellen nordamerikanischen Sepsisstudie bei 8,2 % [93]. Im Krankenhaus ist die nosokomiale Ausbreitung unter prädisponierten Patientengruppen (Intensivstationen, Onkologie) vor allem wegen der Selektion resistenter Spezies wie C. glabrata und C. krusei (synonym: Issachenkia orientalis) von Bedeutung.

Im Gegensatz zur zunehmenden Häufigkeit von Candidämien und abdominellen Infektionen spielt die Lunge als Manifestationsorgan der systemischen Candidiasis keine Rolle [94]. So fanden sich in einer prospektiven Studie zur Inzidenz invasiver Mykosen auf Intensivstationen in 0 – 2 % invasive Mykosen, darunter keine pulmonalen Candida-Infektionen [95].

Symptome und Klinik

Die Prädilektion des Erregers für Plattenepithelien erklärt, warum eine deszendierende Infektion des Tracheobronchialbaums im Gegensatz zur Soorösophagitis selten ist. In autoptisch gesicherten Fällen von Candida-Pneumonie finden sich meist zusätzlich disseminierte Entzündungsherde in weiteren Organen, perivaskuläre bzw. hämorrhagische Infiltrate, die eine hämatogene Aussaat wahrscheinlich machen. Aerogene Infektionen mit bronchopneumonischen Herden in Abwesenheit anderer Erreger sind dagegen nur vereinzelt dokumentiert [96]. Auch in Arbeiten zur Inzidenz von Mykosen nach Herz- und Lungentransplantationen sind primäre Candida-Peumonien kaum dokumentiert [97].

Diagnostik

Internationale Leitlinien zur Diagnostik und Therapie systemischer Candida-Infektionen geben nur spärliche Hinweise zu pulmonalen Manifestationen [98] (s. [Tab. 5]).

Kriterien für die Unterscheidung von Kolonisation und Infektion

Auf Intensivstationen werden bei 25 % aller intubierten und beatmeten Patienten Candida spp. in respiratorischen Materialien nachgewiesen ([Abb. 2]) [99]. Die Diskrepanz zwischen dem häufigen Candida-Nachweis und der ausgesprochenen Seltenheit dokumentierter Parenchyminfektionen erklärt sich zum einen aus oropharyngealer Kontamination während der Materialgewinnung und zum anderen durch die Kolonisation des Tracheobronchialbaums bei intubierten Patienten. Eine ältere Arbeit belegt Candida-Pneumonien in Autopsien von vormals schwerkranken onkologischen Patienten [100]. In Studien zur Ätiologie der nosokomialen Pneumonie (Kriterien für den Nachweis von Pilzen und Bakterien als Pathogen z. B. quantitativer Erregernachweis mit ≥ 10⁴ [KBE]/ml in der BALF) wurde Candida spp. als ursächlicher Erreger in 3 – 6 % angegeben [101] [102]. Untersuchungen bei nicht-neutropenischen Intensivpatienten, die den kulturellen Nachweis aus der BALF mit der postmortalen Histologie bei Verstorbenen verglichen, fanden allerdings einen niedrigen Vorhersagewert des respiratorischen Candida-Nachweises für das Auftreten einer invasiven Pilzinfektion [103]. Zu ähnlichen Ergebnissen kamen Studien, die den klinischen Verlauf von Patienten mit respiratorischen Candida-Nachweisen beschrieben, die überwiegend nicht antimykotisch behandelt wurden [104] [105]. Die bisher wichtigste und größte Arbeit zu diesem Thema bei Patienten auf der ICU konnte keinen einzigen Fall einer Candida-Pneumonie nachweisen [95].

Abb. 2 Mikroskopischer Nachweis von Candida albicans im BALF-Ausstrich: Ein häufiges Ereignis ohne höheren prädiktiven Wert.

Von einem erhöhten Risiko invasiver Candida-Infektionen kann ausgegangen werden, wenn Candida-Nachweise in mehreren Kompartimenten erfolgen. So wurde ein erhöhtes Risiko für die Entwicklung einer systemischen Candidiasis beschrieben, wenn ein hoher „Kolonisierungsindex” vorlag. Dieser wurde definiert als Summe positiver Candida-Nachweise in unterschiedlichen Lokalisationen, geteilt durch die Gesamtzahl der untersuchten Materialien. Ein hoher Kolonisierungsindex war mit einem signifikant erhöhten Erkrankungsrisiko assoziiert [106] [107].

Bei Prädisponierten, in der Regel Patienten mit Neutropenie und Lungeninfiltraten, sowie fehlendem Ansprechen auf antibakterielle Therapie kann der wiederholte Erregernachweis, aus verschiedenen Organen geführt, auf eine systemische Candida-Infektion hindeuten, die auch die Lunge betrifft. In den meisten Fällen ist dann von einer hämatogenen Genese auszugehen, die abgeklärt und therapiert werden sollte. Hierzu gehört insbesondere die Suche nach extrapulmonalen Entzündungsherden (z. B. zentrale Venenkatheter, Leber/Milz, Nieren, Augenhintergrund).

Ein interessanter Aspekt in der Diskussion um die Bedeutung der Candida-Kolonisation ist die zunächst in vitro beschriebene Interaktion zwischen Candida spp. und Pseudomonas spp. [108]. Auch klinische Studien legen eine Assoziation zwischen einer Candida-Besiedlung und dem Auftreten von Pseudomonas-Pneumonien bei beatmeten Patienten nahe [99]. Die Mehrzahl der behandelten Patienten standen unter Immunsuppression [109] (siehe [Tab. 6]).

Fazit für die Praxis

Die auf Intensivstationen zu beobachtende Tendenz, Patienten ohne Neutropenie mit antibiotikarefraktären Lungeninfiltraten und Nachweis von Hefen in der BALF (s. [Abb. 2]) systemisch mit Antimykotika zu therapieren, ist nach den vorliegenden Studien unbegründet. Auch bei Nachweis hoher Keimzahlen liegt immer eine Kolonisation vor. Es gibt demnach keine Candida-Pneumonien bei Patienten ohne Neutropenie, aber auch bei Patienten mit schwerer Neutropenie sind diese sehr selten.

Pneumocystis jirovecii

Mikrobiologie

Pneumozysten gelten taxonomisch als Pilze. Menschen infizieren sich mit Pneumocystis jirovecii [110], Pneumocystis carinii gilt als der Erreger in Ratten [111]. Der Erreger kommt ubiquitär vor.

Epidemiologie

Neben HIV-Patienten mit fortgeschrittenem Immundefekt (CD-4-Zellen < 200 – 250/µl) stellen insbesondere Patienten nach Transplantationen und Patienten mit Systemerkrankungen unter kombinierter Immunsuppression (inklusive TNF-Inhibitoren) eine wichtige Risikogruppe für Infektionen mit P. jirovecii dar.

Symptome und Klinik

Typische Symptome bei HIV- und Nicht-HIV-Patienten sind trockener Husten, Belastungsdyspnoe und Fieber. Insbesondere bei HIV-Patienten wird aufgrund des unauffälligen Auskultationsbefundes, der nur subfebrilen Temperaturen und des unbekannten HIV-Status die Diagnose der Pneumocystis-Pneumonie (PCP) häufig erst in fortgeschrittenem Stadium mit hohem Fieber und schwerer Dyspnoe, meist nach ineffektiver antibiotischer Therapie, gestellt [112].

Initial sind Röntgenthoraxaufnahmen unauffällig, im Verlauf zeigen sich interstitielle Infiltrate. In der CT werden schon früh beidseitig milchglasartige Verschattungen von landkartenartiger Umgrenzung mit Aussparung der subpleuralen Areale sichtbar. Fokale Infiltrate und fibroseähnliche, retikuläre Veränderungen kommen vor. Darüber hinaus gibt es zystische Verlaufsformen. In der Lungenfunktion zeigt sich frühzeitig eine respiratorische Partialinsuffizienz mit Diffusionsstörung (DLCO).

Diagnostik

Induziertes Sputum hat eine niedrigere Sensitivität, kann aber je nach Infrastruktur sinnvoll sein. Die Bronchoskopie mit BALF hat eine Sensitivität von 85 – 100 %. Die transbronchiale Biopsie (TBB) hat bei Verdacht auf PCP initial keine Vorteile [113]. Bei Patienten unter Chemoprophylaxe und/oder negativem Ausfall der Erstdiagnostik wird die Sensitivität durch eine Mehrlappen-Lavage und eine TBB verbessert [114]. Goldstandard ist der Direktnachweis von Pneumozysten im Immunofluoreszenztest (Sensitivität 74 – 91 %, Spezifität 94 – 99 % [115]), die Erreger lassen sich aber vergleichbar gut auch in Grocott-gefärbten BAL-Ausstrichen nachweisen ([Abb. 3]), hier ist die Expertise und Geduld des Laborpersonals entscheidend. Kulturelle Anzuchtverfahren für Pneumozysten sind nicht routinemäßig verfügbar.

Abb. 3 Grocott-Silberfärbung einer BALF eines HIV-seropositiven Patienten mit klinisch nachgewiesener PCP. Der alleinige Nachweis von Pneumozysten ist nicht beweisend für eine Erkrankung. Bei Kolonisation, z. B. bei Patienten mit COPD und systemischer Glukokortikoidtherapie, ist der Nachweis vereinzelter Erreger beschrieben. Typisch ist, dass bei Kolonisation die PCR positiv ist, während die Färbung negativ ist.

Pneumocystis-Antikörper unterscheiden nicht zwischen Kolonisation und Infektion [116]. Bis zu 90 % der Bevölkerung tragen Pneumocystis-Antikörper, was auf einen frühen Kontakt mit dem Erreger hindeutet [115]. In kleinen Pilotstudien wurde S-adenosylmethionine als Marker für das Ansprechen der Therapie untersucht. Initial negativ, steigt der Wert typischerweise unter Therapie an. Vor einem klinischen Einsatz sollten weitere Studien abgewartet werden [117].

Verschiedene PCR-Methoden zum Nachweis von P. jirovecii aus respiratorischem Material sind beschrieben. Die Sensitivität der PCR liegt bei über 90 % [115] [118]. Genomische Typisierungen zur epidemiologischen Charakterisierung von P. jirovecii in Ausbruchssituation sind möglich [119]. Klinisch problematisch ist die Situation, dass es sich bei allen beschriebenen Methoden um „In-house-Verfahren” mit Positivkontrollen aus mikroskopisch positiven Patientenproben handelt. Eine Labor-zertifizierte PCR existiert bisher nicht. Bei valider Laborqualität kann eine negative PCR aus BALF als Ausschluss einer signifikanten Infektion gewertet werden. Bei positiver PCR sollte generell die Infektion durch eine Färbung bestätigt werden. Vielversprechend ist die Real-Time-PCR, bei der durch DNA-Quantifizierung möglicherweise die Besiedlung von einer Infektion unterschieden werden kann [120], klinische Daten hierzu fehlen (s. Tab 5).

Kriterien für die Unterscheidung von Kolonisation und Infektion

Die Pneumocystis-Kolonisation ist definiert als Nachweis von Pneumozysten bei einem Patienten, der keine Pneumonie entwickelt [121]. Mittels PCR lässt sich eine Kolonisation nachweisen. Der Direktnachweis (z. B. Immunfluoreszenz) ist bei Kolonisation selten. Bei HIV-Patienten variiert die Kolonisation zwischen ca. 10 – 70 % je nach HIV-Stadium, Untersuchungsmaterial und Technik [122] [123] [124] [125]. Inwieweit die CD-4-Zellzahlen einen Einfluss auf die Kolonisation haben, ist noch offen. Rauchen erhöht die Kolonisationsrate, während die PCP-Prophylaxe und eine durchgemachte PCP keinen Einfluss zu haben scheinen. Die meisten gesunden, HIV-negativen Erwachsenen sind nicht besiedelt [126] [127]. Bei ca. 10 % gesunder Kinder sind im Nasopharynx mittels PCR Pneumozysten nachweisbar, der epidemiologische Einfluss ist bisher unbekannt. Ein Zusammenhang zwischen Pneumocystis-Besiedlung und sudden infant death syndrome wird diskutiert [128]. Patienten mit verschiedenen chronischen Erkrankungen und Schwangere sind häufig besiedelt (6 – 19 %) [129] [130] [131]. Bei COPD-Patienten zeigt sich ein Zusammenhang zum Schweregrad, sodass die Besiedlung einen Einfluss auf die Obstruktion haben könnte [132] [133] [134] [135]. Anders als früher vermutet, ist als Erkrankungsursache eine Neuinfektion wahrscheinlicher als die Reaktivierung [111]. Als Reservoire kommen asymptomatische, kolonisierte HIV-Patienten, manifest an einer PCP erkrankte Personen und HIV-negative Patienten unter Steroidtherapie in Frage (s. [Tab. 6]).

Fazit für die Praxis

Die PCP kommt als AIDS-Erstmanifestation bei HIV-infizierten Patienten und als opportunistische Infektion bei anderen immunsupprimierten Patienten vor. Die Besiedlung von Patienten mit Komorbiditäten und von asymptomatischen HIV-Patienten ist häufig und kann eine Infektionsquelle darstellen. Selten wurden auch PCP bei älteren Patienten ohne schwere Immunsuppression beschrieben.

Zusammenfassung

• In den meisten Fällen sind Infektionen mit respiratorischen Viren selbstlimitierend. Im klinischen Alltag ist ein qualitativer Erregernachweis in der Regel ausreichend. In Zukunft werden Schnelltests und quantitative Nukleinsäureamplifikationsverfahren zunehmend für die Diagnostik eingesetzt werden.

• Nachweise von Herpesviren aus dem Respirationstrakt sollten ernst genommen werden. Bei der CMV-Infektion steht zusätzlich zur Diagnostik aus der BALF (mittels Antigennachweis mit spezifischen, fluoreszenzmarkierten Antikörpern, Virusanzucht und Nachweis viraler Nukleinsäuren z. B. mittels PCR) der schnell erhältliche Nachweis von CMV pp65-Antigen oder DNA im Blut zur Verfügung. Im Gegensatz zum isolierten DNA-Nachweis in der BALF deutet der Nachweis einer hohen CMV-Viruslast im Blut oder von CMV pp65-Antigen im Blut immer auf eine aktive Virusreplikation hin und sichert somit die Diagnose einer aktiven Infektion.

• Bei schwerkranken immunsupprimierten Patienten (anhaltende Neutropenie durch Chemotherapie, Zustand nach Stammzelltransplantation oder Organtransplantation, seltener unter HIV-Infektion), aber auch bei nicht neutropenischen Patienten sollte immer auch an die Möglichkeit einer invasiven Pilzinfektion gedacht werden. Dabei sollte die Therapieindikation durch indirekte (Galaktomannan-Antigen, Beta-G-Glucan) und direkte Nachweisverfahren, wie kulturelle Anzucht aus z. B. Trachealsekret, untermauert werden. Eine invasive Pilzinfektion gilt allerdings erst bei histo-/zytopathologischem oder kulturellem Nachweis aus bioptischem Material als gesichert.

• Ein negativer Antigennachweis im Galaktomannan-ELISA aus der BALF bzw. fehlender Nachweis von Beta-D-Glucan machen bei hohem negativen prädiktiven Wert eine invasive Pilzinfektion unwahrscheinlich.

• Bei Verdacht auf PCP gilt der Direktnachweis im Immunfluoreszenztest als Gold-Standard. Der Direktnachweis ist bei einer einfachen Kolonisation selten.

Interessenkonflikte

Die Autoren geben an, dass kein Interessenkonflikt besteht.

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Bisher erschienene Beiträge dieser Serie

• 136 Strassburg A. et al . Infektionsdiagnostik in der Pneumologie. Teil 1: Übersicht und Methoden.  Pneumologie. 2008;  62 730-743
• 137 Rohde G. et al . Nachweis von Atemwegsviren – Wie, warum, wann und wo?.  Pneumologie. 2009;  63 14-22
• 138 Gillissen A. et al . Biomarker bei infektiösen und nicht infektiösen Lungenerkrankungen außer Malignome.  Pneumologie. 2009;  63 439-450
• 139 Ott S. et al . Die Rolle von Viren bei tiefen Atemwegsinfektionen des Erwachsenen. Teil 1: Erreger, Pathogenese und Diagnostik.  Pneumologie. 2009;  63 709-717
• 140 Ott S. et al . Die Rolle von Viren bei tiefen Atemwegsinfektionen des Erwachsenen. Teil 2: Akute Bronchitis, exacerbierte COPD, Pneumonie und Influenza.  Pneumologie. 2010;  64 18-27
• 141 Ott S. et al . Die Rolle von Viren bei tiefen Atemwegsinfektionen des Erwachsenen. Teil 3: Therapie und Prävention.  Pneumologie. 2010;  64 115-123
• 142 Höffken G. et al . Aktuelle Konzepte zum mikrobiologischen Nachweis von Atemwegserregern.  Pneumologie. 2010;  64 184-193
• 143 Strassburg A. et al . Infektionsdiagnostik in der Pneumologie. Teil 2: Nachweis von bakteriellen Mikroorganismen aus dem Tracheobronchialsystem: Infektion oder Kolonisation?.  Pneumologie. 2010;  64 291-299
• 144 Rupp J. et al . Diagnostik von Pilz-Infektionen der Lunge.  Pneumologie. 2010;  64 300-310