Z Orthop Ihre Grenzgeb 2003; 141(6): 712-717
DOI: 10.1055/s-2003-812397
Tissue Engineering
© Georg Thieme Verlag Stuttgart · New York

Mesenchymale Stammzellen zum Tissue Engineering von Knochen: Dreidimensionale osteogene Differenzierung auf mineralisiertem Kollagen

Mesenchymal Stem Cells for Tissue Engineering of Bone: 3D-Cultivation and Osteogenic Differentiation on mineralized CollagenP.  Niemeyer1 , U.  Krause2 , M.  Punzel3 , J.  Fellenberg1 , H.-G.  Simank1
  • 1Stiftung Orthopädische Universitätsklinik Heidelberg, Orthopädie I, Heidelberg
  • 2Medizinische Klinik und Poliklinik V, Universität Heidelberg
  • 3Institut für Transplantationsdiagnostik und Zelltherapie, Universität Düsseldorf
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Publication History

Publication Date:
16 December 2003 (online)

Zusammenfassung

Studienziel: Mesenchymale Stammzellen (MSC) eignen sich aufgrund ihrer Plastizität und ihrer hohen In-vitro-Proliferationskapazität zum Ersatz mesenchymaler Gewebe, z. B. Knochen. Zur Überbrückung dreidimensionaler Defekte ist eine Kultivierung auf Trägersubstanzen sinnvoll, um räumliche Strukturen vorzugeben. Bezüglich der Eignung zum Tissue Engineering von Knochen sind bereits verschiedene Zell/Matrix-Konstrukte untersucht worden. Das optimale Konstrukt wurde bisher jedoch noch nicht gefunden. Methode: In der vorliegenden Arbeit haben wir humane MSC nach Standardprotokoll aus Knochenmark isoliert und auf einer mineralisierten Kollagenmatrix kultiviert. Das entstandene Konstrukt wurde über 24 Tage unter dem Einfluss von Dexamethason, Ascorbinsäure und β-Glycerolphosphat osteogen induziert. Während des osteogenen Differenzierungsprozesses wurden Zellproliferation (Gesamtproteinbestimmung, WST-1-Vitalitätsassay) und osteogene Differenzierung (quantitative Real-Time-RT-PCR auf osteogene Marker) auf molekularer Ebene im Verlauf bestimmt. Die Verteilung der Zellen im Zell/Matrix-Konstrukt wurde histologisch untersucht. Ergebnisse: Lebende Zellen konnten während des gesamten Kultivierungszeitraumes sowohl histologisch als auch histochemisch in der Matrix nachgewiesen werden. Eine effektive osteogene Differenzierung wurde durch den Anstieg osteogener Marker (Osteocalcin und alkalische Phosphatase) während des gesamten Differenzierungsprozesses auf molekularer Ebene mittels Real-Time-RT-PCR gezeigt. Schlussfolgerung: Das vorliegende Zell/Matrix-Konstrukt ist somit ein Erfolg versprechender Kandidat für das Tissue Engineering von Knochen. Dies muss in entsprechenden In-vivo-Untersuchungen bestätigt werden.

Abstract

Aim: Due to their plasticity and high proliferation capacity in vitro, human mesenchymal stem cells (MSC) are promising candidates for substitution of mesenchymal tissues, such as bone. According to the tissue engineering concept, combinations of cells and three dimensional scaffolds are used to replace damaged tissue. Although various attempts have been made, the optimal combination of cells and artificial scaffold has not been found so far. Methods: In this work, human MSC were isolated from bone marrow aspirates according to standard protocols and cultivated on mineralized collagen. Osteogenic differentiation was induced by medium containing dexamethasone, ascorbic acid and β-glycerophosphate. Cell proliferation on the scaffold (WST-1 vitality assay, total protein measurement) and osteogenic differentiation (quantitative Real-Time-RT-PCR) were monitored for 24 days. Results: Viable cells were found within the matrix throughout the cultivation period using histological and histochemical methods. Effective osteogenic differentiation could be demonstrated by the increase of expression of osteogenic marker genes (such as alkaline phosphatase) on a molecular level. Conclusion: Our results make the cell/matrix construct investigated in this work a promising candidate for tissue engineering of bone using mesenchymal stem cells. This has to be tested further by in vivo analysis.

Literatur

  • 1 Service R F. Tissue engineers build new bone.  Science. 2000;  289 1498-1450
  • 2 Laurie S W, Kaban L B, Mulliken J B, Murray J E. Donor-site morbidity after harvesting rib and iliac bone.  Plast Reconstr Surg. 1984;  73 933-938
  • 3 Niedhart C, Pingsmann A, Jurgens C, Marr A, Blatt R, Niedhard F U. Komplikationen nach Entnahme autologen Knochens aus dem ventralen und dorsalen Beckenkamm - eine prospektive, kontrollierte Studie.  Z Orthop Ihre Genzgeb. 2003;  141 (4) 481-486
  • 4 Banwart J C, Asher M A, Hassanein R S. Iliac crest bone graft harvest donor site morbidity. A statistical evaluation.  Spine. 1995;  20 1055-1060
  • 5 Arrington E D, Smith W J, Chambers H G, Bucknell A L, Davino N A. Complications of iliac crest bone graft harvesting.  Clin Orthop. 1996;  329 300-309
  • 6 Li C M, Ho Y R, Liu Y C. Transmission of human immunodeficiency virus through bone transplantation: a case report.  J Formos Med Assoc. 2001;  100 350-351
  • 7 Simonds R J, Holmberg S D, Hurwitz R L, Coleman T R, Bottenfield S, Conley L J, Kohlenberg S J, Castro K G, Dahan B A, Schable C A. Transmission of human immunodeficiency virus type 1 from a seronegative organ and tissue donor.  N Engl J Med. 1992;  326 726-732
  • 8 Conrad E U, Gretch D R, Obemeyer K R, Moogk M S, Sayers M, Wilson J J, Strong D M. Transmission of the hepatitis-C virus by tissue transplantation.  J Bone Joint Surg Am. 1995;  77 214-224
  • 9 Friedlaender G E. Immune responses to osteochondral allografts. Current knowledge and future directions.  Clin Orthop. 1983;  174 58-68
  • 10 Friedlaender G E, Horowitz M C. Immune responses to osteochondral allografts: nature and significance.  Orthopedics. 1992;  15 1171-1175
  • 11 Hallfeldt K K, Kessler S, Puhlmann M, Mandelkow H, Schweiberer L. Einfluss verschiedener Sterilisationsprozeduren auf die osteoinduktiven Eigenschaften demineralisierter Knochenmatrix.  Unfallchirurg. 1992;  95 313-318
  • 12 Hallfeldt K K, Stutzle H, Puhlmann M, Kessler S, Schweiberer L. Sterilization of partially demineralized bonematrix: the effects of different sterilization techniques on osteogenetic properties.  J Surg Res. 1995;  59 614-620
  • 13 Voggenreiter G, Ascherl R, Fruh H J, Blumel G, Schmit-Neuerburg K P. Konservierung und Sterilisation von Kortikalis - Biomechanische Untersuchungen an der Ratte.  Unfallchirurg. 1995;  98 53-58
  • 14 Bauer T W, Muschler G F. Bone graft materials. An overview of the basic science.  Clin Orthop. 2000;  371 10-27
  • 15 Ohgushi H, Caplan A I. Stem cell technology and bioceramics: from cell to gene engineering.  J Biomed Mater Res. 1991;  48 913-927
  • 16 Wakitani S, Yamamoto T. Response of the donor andrecipient cells in mesenchymal cell transplantation to cartilage defect.  Microsc Res Tech. 2002;  58 14-18
  • 17 Young R G, Butler D L, Weber W, Caplan A I, Gordon S L, Fink D J. Use of mesenchymal stem cells in a collagen matrix for Achilles tendon repair.  J Orthop Res. 1998;  16 406-413
  • 18 Awad H A, Butler D L, Harris M T, Ibrahim R E, Wu Y, Young R G, Kadiyala S, Boivin G P. In vitro characterization of mesenchymal stem cell-seeded collagen scaffolds for tendon repair: effects of ianitial seeding density on contraction kinetics.  J Biomed Mater Res. 2000;  51 233-240
  • 19 Shang Q, Wang Z, Liu W, Shi Y, Cui L, Cao Y. Tissue-engineered bone repair of sheep cranial defects with autologous bone marrow stromal cells. Discussion 594 - 595.  J Craniofac Surg. 2001;  12 586-593
  • 20 Pittenger M F, Mackay A M, Beck S C, Jaiswal R K, Douglas R, Mosca J D, Moorman M A, Simonetti D W, Craig S, Marshak D R. Multilineage potential of adult human mesenchymal stem cells.  Science . 1999;  284 143-147
  • 21 Ashton B A, Allen T D, Howlett C R, Eaglesom C C, Hattori A, Owen M. Formation of bone and cartilage by marrow stromal cells in diffusion chambers in vivo.  Clin Orthop. 1980;  151 294-307
  • 22 Tay B K, Le A X, Heilman M, Lotz J, Bradford D S. Use of a collagen-hydroxyapatite matrix in spinal fusion. A rabbit model.  Spine. 1998;  23 2276-2281
  • 23 Reyes M, Lund T, Lenvik T, Aguiar D, Koodie L, Verfaillie C M. Purification and ex vivo expansion of postnatal human marrow mesodermal progenitor cells.  Blood. 2001;  98 2615-2625
  • 24 Ishiyama M, Tominaga H, Shiga M, Sasamoto K, Ohkura Y, Ueno K. A combined assay of cell viability and in vitro cytotoxicity with a highly water-soluble tetrazolium salt, neutral red and crystal violet.  Biol Pharm Bull. 1996;  19 1518-1520
  • 25 Jager M, Wild A, Fuss M, Werner A, Krauspe R. Vorteile von Biomatrices bei der Chondrogenese von pluripotenten mesenchymalen Stammzellen.  Z Orthop Ihre Grenzgeb. 2002;  140 681-689
  • 26 Bruder S P, Fink D J, Caplan A I. Mesenchymal stem cells in bone development, bone repair, and skeletal regeneration therapy.  J Cell Biochem. 1994;  56 283-294
  • 27 Kale S, Biermann S, Edwards C, Tarnowski C, Morris M, Long M W. Three-dimensional cellular development is essential for ex vivo formation of human bone.  Nat Biotechnol. 2000;  118 954-958
  • 28 Huch K, Stove J, Puhl W, Gunther K P. Vergleichender Überblick über Verfahren zur Kultivierung artikulärer Chondrozyten.  Z Orthop Ihre Grenzgeb. 2002;  140 145-152
  • 29 Muraglia A, Martin I, Cancedda R, Quarto R. A nude mouse model for human bone formationin unloaded conditions.  Bone. 1998;  22 131S-134S

OA Dr. med. Hans-Georg Simank

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