CC BY-NC-ND 4.0 · Geburtshilfe Frauenheilkd 2018; 78(03): 260-273
DOI: 10.1055/s-0044-101609
GebFra Science
Review/Übersicht
Georg Thieme Verlag KG Stuttgart · New York

Aktive Immunisierung mit Partnerlymphozyten bei Kinderwunschpatientinnen – der aktuelle Stand

Article in several languages: English | deutsch
Veronika Günther
1  Klinik für Gynäkologie und Geburtshilfe, UKSH Campus Kiel, Kiel, Germany
,
Ibrahim Alkatout
1  Klinik für Gynäkologie und Geburtshilfe, UKSH Campus Kiel, Kiel, Germany
,
Wiebe Junkers
2  Universitäres Kinderwunschzentrum, MVZ, Universitätsklinikum Schleswig-Holstein, Campus Kiel, Kiel, Germany
,
Nicolai Maass
1  Klinik für Gynäkologie und Geburtshilfe, UKSH Campus Kiel, Kiel, Germany
,
Malte Ziemann
3  Institut für Transfusionsmedizin, UKSH Campus Kiel, Kiel, Germany
4  Institut für Transfusionsmedizin, UKSH Campus Lübeck, Lübeck, Germany
,
Siegfried Görg
3  Institut für Transfusionsmedizin, UKSH Campus Kiel, Kiel, Germany
4  Institut für Transfusionsmedizin, UKSH Campus Lübeck, Lübeck, Germany
,
Sören von Otte
2  Universitäres Kinderwunschzentrum, MVZ, Universitätsklinikum Schleswig-Holstein, Campus Kiel, Kiel, Germany
› Author Affiliations
Further Information

Correspondence/Korrespondenzadresse

Dr. med. Veronika Günther
Klinik für Gynäkologie und Geburtshilfe
UKSH Campus Kiel
Arnold-Heller-Straße 3 (Haus 24)
24105 Kiel
Germany   

Publication History

received 16 November 2017
revised 30 December 2017

accepted 24 January 2018

Publication Date:
21 March 2018 (online)

 

Zusammenfassung

Etwa 1 – 3% aller Kinderwunschpaare sind von einem habituellen Abortgeschehen betroffen. Dies ist laut WHO definiert als das Auftreten von 3 oder mehr aufeinanderfolgenden Aborten bis zur 20. SSW. Die Ursachen hierfür sind vielfältig, bleiben in einer Vielzahl der Fälle sogar unklar, sodass unter anderem immunologische Faktoren diskutiert werden können. Der Embryo stellt für das Immunsystem der Mutter ein semiallogenes Transplantat dar, da die Hälfte der Gene des Embryos paternaler Herkunft sind. Anstelle einer üblichen Immunantwort induziert der Embryo einen sekundären Schutzmechanismus, welcher zur erfolgreichen Implantation beiträgt. Bei der Immunisierung mit Partnerlymphozyten werden der Patientin aufbereitete Lymphozyten ihres Partners in die volare Seite des Unterarms intrakutan injiziert, um so eine Immunmodulation mit konsekutiv erhöhter Schwangerschafts- und Lebendgeburtenrate zu induzieren. Voraussetzung für dieses Verfahren ist, dass zuvor alle anderen infrage kommenden Sterilitätsursachen ausgeschlossen wurden. Aufgrund der äußerst heterogenen Datenlage kann ein signifikanter Nutzen durch die Immunisierung immer noch nicht eindeutig belegt werden. Es gibt jedoch Hinweise, dass die Therapie bei Verwendung möglichst frisch entnommener Lymphozyten wirksam sein könnte. Die Behandlung stellt insgesamt ein sicheres und risikoarmes Verfahren dar. Nach ausführlicher Aufklärung des Paares über die Erfolgsaussichten und genauer Überprüfung von Indikation und Kontraindikationen kann individuell mit dem Paar eine Immunisierung mit Partnerlymphozyten diskutiert werden – vorausgesetzt, zuvor wurden alle anderen infrage kommenden Sterilitätsursachen ausgeschlossen.


#

Einleitung

Als Zeichen einer geringen reproduktiven Effizienz leiden Kinderwunschpaare einerseits unter dem Ausbleiben eines Schwangerschaftseintritts nach mehrfachen Embryotransfers. Andererseits kann es nach rascher und unproblematischer spontaner Konzeption zum wiederholten Verlust der Schwangerschaft im Rahmen eines Abortgeschehens kommen.

Ein habitueller Abort ist definiert als das Auftreten von 3 oder mehr Aborten in Folge bis zur 20. SSW [1], wobei die Amerikanische Gesellschaft für Reproduktionsmedizin (ASRM) sogar ab 2 Fehlgeburten in Folge von einem habituellen Abort spricht [2]. 1% der Paare ist hiervon betroffen. Die Wahrscheinlichkeit eines erneuten Aborts steigt mit Zunahme der vorangegangenen Aborte [1]. Die Ursachen hierfür sind vielfältig, wobei auch eine Kombination aus mehreren Faktoren vorliegen kann. Beispielsweise sind zu nennen: chromosomale Ursachen (balancierte Translokation, Inversion, Mosaike), Infektionen (Toxoplasmen, Chlamydien), endokrine Ursachen (PCO, Hyperandrogenämie, Hyperprolaktinämie, Hyper-/Hypothyreose), Gerinnungsstörungen (Faktor-V-Leiden-Mutation, Prothrombin-Mutation), Autoimmunerkrankungen (Lupus erythematodes, Antiphospholipidsyndrom), kongenitale oder erworbene Uterusanomalien (Uterusseptum, Uterus myomatosus) [3]. In etwa 40% der Fälle bleibt die Ursache hingegen unklar, sodass unter anderem immunologische Ursachen diskutiert werden können [4].

Von der Entwicklung der Blastozyste bis hin zur Implantation bedarf es einer intensiven immunologischen Interaktion zwischen dem Embryo und dem maternalen Immunsystem. Beim Aufbau der extraembryonalen Membranen wächst der Trophoblast in die Dezidua ein, arrodiert mütterliche Gefäße und hält somit den fetomaternalen Austausch an Blut- und Nährstoffen aufrecht. Durch diesen Prozess wird ein direkter Kontakt zwischen mütterlichem Blut und fetalen Zellen, dem Synzytiotrophoblasten, hergestellt. Die trophoblastäre Invasion in die maternale Dezidua steht unter dem Einfluss von immunologischen Effektorzellen, insbesondere den uterinen natürlichen Killerzellen (uNK) (s. u.) [11]. Sie fördern mithilfe des Vascular endothelial Growth Factor (VEGF) und Interferon-gamma (INF-gamma) den Umbau der Spiralarterien und sind an der Regulation der Invasionstiefe beteiligt. Den graviden Uterus kann man als immunprivilegierte Zone bezeichnen, in der die Balance zwischen Organerhalt und Infektabwehr massiv zugunsten des Organerhalts verschoben ist. Um den Uterus trotzdem effektiv vor Erregern zu schützen, befindet sich in der Dezidua eine hohe Anzahl immunkompetenter Zellen, welche der angeborenen, also antigenunabhängigen Immunabwehr angehören. Die dendritischen Zellen (DC) nehmen in der Dezidua eine besondere Funktion ein: auf der einen Seite können sie antigenspezifische zytotoxische T-Zell-Immunantworten induzieren, auf der anderen Seite im Steady State für immunologische Toleranz sorgen [5], [6].

Zusätzlich werden von glandulären uterinen Epithelzellen lokale immunaktive Substanzen, wie z. B. Galektine und Glycodelin, sezerniert [7]. [Abb. 1] zeigt die fetomaternale Grenzzone mit den für eine erfolgreiche Implantation verantwortlichen Zellen.

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Abb. 1 Immunkompetente Zellen der fetomaternalen Grenzzone (nach [17]). Der Trophoblast steht im intervillösen Raum in direktem Kontakt mit dem maternalen Blut. In der Dezidua findet sich ein spezielles zelluläres immunologisches Milieu. Die einzelnen zellulären Komponenten mit ihren wichtigsten Molekülen sind hier dargestellt. TLR: Toll-like-Rezeptor; DC: dendritische Zellen; TGF-beta: Transforming Growth Factor; uNK-Zellen: uterine natürliche Killerzellen; VEGF: Vascular endothelial Growth Factor; IFN-gamma: Interferon-gamma.

Der Embryo stellt für das Immunsystem der Mutter ein semiallogenes Transplantat dar, da die Hälfte der Gene des Embryos paternaler Herkunft sind. Anstelle einer üblichen Immunantwort induziert der Embryo einen sekundären Schutzmechanismus [8]. Die ersten Theorien zur Erklärung dieser Form von „Immuntoleranz“ wurden 1953 von Medawar beschrieben:

  1. Er ging von einer strikten anatomischen Separation zwischen maternalen und fetalen Kompartimenten durch die Plazenta aus.

  2. Eine weitere Hypothese beschrieb den Embryo als nicht immunogen, sodass er entsprechend keine Immunantwort hervorrufen kann.

  3. Die dritte Theorie ging von einer durch die Schwangerschaft abgeschwächten maternalen Immunantwort aus [9], [10].


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HLA (humane Leukozytenantigene)

Die letzte These wurde durch das Konzept der „schützenden Immunreaktion“ modifiziert. Gestützt wurde dieses durch Untersuchungen der humanen Leukozytenantigene (HLA), Oberflächenproteine von Leukozyten und anderen Geweben ([Abb. 2], Haupthistokompatibilitätskomlex [MHC]). Die HL-Antigene bilden die individuelle Signatur der Zellen und spielen die Schlüsselrolle bei der Unterscheidung zwischen körpereigenen und körperfremden Strukturen durch das Immunsystem. Eineiige Zwillinge und 25% der Geschwister weisen ein identisches HLA-Muster auf.

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Abb. 2 Haupthistokompatibilitätskomplex (MHC). Das HLA-(Humanes-Leukozyten-Antigen-)System ist auf dem kurzen Arm von Chromosom 6 lokalisiert und wird auch als Haupthistokompatibilitätskomplex (Major Histocompatibility Complex, MHC) bezeichnet. Die klassischen MHC-Gene sind in 2 Regionen unterteilt, die 2 Klassen von HLA-Molekülen kodieren: HLA-Klasse I (HLA-A, -B, -C), die sich auf allen kernhaltigen Körperzellen befinden, und HLA-Klasse II (HLA-DR, -DQ, -DP), die sich nur auf antigenpräsentierenden Zellen befinden. Zu den HLA-Klasse-III-Molekülen zählen Komplementfaktoren, die an der unspezifischen Immunabwehr beteiligt sind. Der gesamte HLA-Komplex umfasst ca. 4000 Kilobasen (Kb) und ist sehr polymorph, d. h. für die meisten Genorte existieren mehrere genetische Varianten (Allele).(Quelle: Zentrum für Humangenetik und Laboratoriumsdiagnostik (MVZ), Dr. Hirv, Dr. Bangol, Martinsried)

Der in die Dezidua eindringende extravillöse Trophoblast exprimiert nicht die klassischen HLA-Klasse-I- oder -Klasse-II-Proteinkomplexe, sondern nicht klassische humane Leukozytenantigene, insbesondere HLA-G, die für den Erfolg der Schwangerschaft von großer Bedeutung sind. HLA-G hemmt die Aktivität von natürlichen Killerzellen (NK-Zellen) und Typ1-T-Helferzellen (TH1-Zellen) und verhindert somit die Abstoßung des semiallogenen Embryos. Verantwortlich hierfür sind die uterinen natürlichen Killerzellen (uNK-Zellen) mit ihrer Regulation und Sekretion von Zytokinen und Chemokinen [11], [13], [14], [15]. Zusätzlich exprimiert der Trophoblast Pathogen-Erkennungs-Rezeptoren auf seiner Oberfläche, sog. Toll-like-Rezeptoren (TLR), die nach Aktivierung eine gewebs- und erregerspezifische Immunantwort auslösen [12].


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Natürliche Killerzellen (NK)

CD56+ Zellen, sog. natürliche Killerzellen (NK-Zellen) stellen eine Hauptkomponente des angeborenen, unspezifischen Immunsystems dar. Sie zerstören ohne vorheriges Erkennen eines spezifischen Antigens jene somatischen Zellen, deren HLA-Moleküle genetisch „fremd“ kodiert oder infektionsbedingt verändert sind, wie z. B. Tumor- oder virusveränderte Zellen. Die schnelle und antigenunabhängige Eliminierung solcher Zellen stellt einen wichtigen Schutz gegen Viruserkrankungen und Tumorzellen dar, birgt allerdings gleichzeitig das Risiko einer Autoimmunität. Aus diesem Grund sind die zytotoxischen Mechanismen der NK-Zellen strikt reguliert und ihre Ausreifung benötigt ein spezifisches, z. B. durch Zytokine und Chemokine geprägtes Milieu.

Ein Faktor des sich verändernden maternalen Immunsystems ist der schwangerschaftsbedingte Abfall der natürlichen Killerzellen (NK) und deren Produktion von Interferon-γ (INF-γ). Ein ausbleibender Abfall von maternalen peripheren Killerzellen ist mit einer erhöhten Abortrate assoziiert [19], [20].

Uterine natürliche Killerzellen (uNK) machen etwa 70% der Immunzellen an der fetomaternalen Grenzzone aus und stellen eine durch das immunologische Milieu geprägte Sonderform dar, welche sich immens von den NK-Zellen des peripheren Blutes unterscheidet [16]. uNK haben deutlich weniger zytotoxische als vielmehr sekretorische Eigenschaften. Durch das HLA-G, welches vom Trophoblasten exprimiert wird, kommt es zu einer Hemmung der uNK-Zellen [17]. Lytische Funktion haben uNK-Zellen im Rahmen des Umbaus der Spiralarterien [18]. Die Sekretion von Interferon-γ sowie weiteren vasoaktiven Substanzen, wie z. B. Vascular endothelial Growth Factor (VEGF), sind für den Aufbau der plazentaren Immunarchitektur sowie die Vaskularisation der Plazenta von Bedeutung [19], [20].


#

T-Lymphozyten

Die regulatorischen T-Zellen (Treg), früher auch T-Suppressorzellen genannt, sind für die Selbsttoleranz des Immunsystems verantwortlich und verhindern die Entstehung von Autoimmunerkrankungen. Physiologisch sind sie in der Schwangerschaft erhöht. Unterbleibt dieser Mechanismus, sind wiederholt Aborte zu verzeichnen [19].

Die T-Helferzellen sind eine Gruppe der T-Lymphozyten und haben eine unterstützende, „helfende“ Funktion bei der Immunantwort. Entsprechend der von ihnen sezernierten Zytokine kann man 2 Untergruppen von T-Helferzellen beschreiben: Typ-1-T-Helferzellen sind an der zellulären Immunantwort beteiligt und schütten Interferon-γ (INF-γ), Interleukin-2 (IL-2) und Tumornekrosefaktor-α (TNF-α) aus. Hierbei werden, z. B. als Antwort auf eine virale Infektion, infizierte Zellen durch zytotoxische T-Zellen zerstört. Typ-2-T-Helferzellen wirken hingegen bei der humoralen Immunantwort mit und sezernieren die Zytokine IL-4, IL-5, IL-9, IL-10 und IL-13. Diese Zytokine verstärken die Antikörperproduktion sowie Proliferation und Funktion der eosinophilen Granulozyten. TH1-Antworten unterdrücken TH2-Antworten und umgekehrt.

Die Zytokine der TH1- und TH2-Zellen nehmen Einfluss auf die Implantation sowie die fetale Entwicklung und Differenzierung.

Wegmann et al. beschrieben 1993 die Theorie einer Balance zwischen den TH1/TH2-Zytokinen und betonten, dass das fetale Überleben nur bei einer Dominanz der TH2-Zytokine gegenüber den TH1-Zytokinen möglich ist (sog „shift“ zugunsten der Typ-2-T-Helferzellen gegenüber den Typ-1-T-Helferzellen) [21]. In den darauffolgenden Jahren wurden weitere Arbeiten durchgeführt, die diese Hypothese bestätigten und zu dem Schluss kamen, dass ein erhöhter Spiegel an TH1-Zytokinen (INF-γ, IL-2 und TNF-α) mit einer erhöhten Abortrate assoziiert ist [22], [23]. TNF-α unterdrückt das Wachstum des Trophoblasten, indem apoptotische Vorgänge in dessen Zellen induziert werden [18], [19].

Obwohl gezeigt werden konnte, dass Zytokine während der Schwangerschaft unabdingbar sind, hat sich das TH1/TH2-Paradigma gewandelt, und zwar dahingehend, dass die TH2 > TH1-Dominanz nicht so dogmatisch dargestellt werden sollte. Die Zytokinnetzwerke sind in hohem Maße synergistisch und redundant aufgebaut, sodass einzelne Zytokine nur schwierig im Einzelnen untersucht und bewertet werden können. Neuere Untersuchungen sehen eher ein Epiphänomen eines veränderten Hormon- und Zytokinhaushalts verantwortlich für das erfolgreiche Austragen einer Schwangerschaft als das Vorliegen eines streng dominierenden TH2-Zytokinmusters [24].

Die einzelnen Schritte der Immunreaktion in der frühen Phase der Schwangerschaft sind noch nicht im Einzelnen geklärt und bedürfen weiterer Forschung. Kommt es innerhalb der einzelnen diffizilen Schritte der Immunmodulation zu einer Dysregulation, resultiert daraus eine Abortrate von bis zu 50% [25], [26].

Es gibt viele Therapieansätze, um bei Kinderwunschpaaren mit einem habituellen Abortgeschehen modulierend auf das Immunsystem Einfluss zu nehmen, um somit die Schwangerschaftsrate zu erhöhen. Neben der aktiven Immunisierung mit Partnerlymphozyten gibt es noch eine Reihe weiterer Immuntherapien, welche die Implantationsraten günstig beeinflussen sollen, wie z. B. Glukokortikoidgaben, Intralipidinfusionen, intravenöse Immunglobulingabe und die Therapie mit Anti-TNF-α-Agenzien [3], [27], [28]. Von diesen Therapien ist die Immunisierung mit Partnerlymphozyten am besten untersucht [29], [30].

Neben einer direkten Beeinflussung des Immunsystems könnten immunologische Therapieansätze zusätzlich auch im Sinne eines Placeboeffekts auf psychologische Ursachen für ein habituelles Abortgeschehen wirken. Die Bedeutung psychologischer Faktoren wird unter anderem durch das Konzept „Tender loving care“ (TLC) betont [31], [32]. Hierbei wird die Schwangere engmaschig klinisch und psychosomatisch betreut, z. B. durch regelmäßige Sonografien in der Frühschwangerschaft, die weit über das im Rahmen der Schwangerenvorsorge angesetzte Maß hinausgehen. Stray-Pedersen haben Frauen mit habituellem Abortgeschehen, bei denen anatomische Ursachen ausgeschlossen worden waren, in 2 Gruppen eingeteilt: die eine Gruppe erhielt psychologische Unterstützung sowie eine engmaschige gynäkologische Betreuung, die andere Gruppe hingegen nicht. Es konnten signifikant höhere Schwangerschaftsraten bei den Patientinnen der TLC-Gruppe verzeichnet werden (86 vs. 33%; p < 0,001) [31]. Trotz guter Ergebnisse fehlt dem Konzept TLC noch eine wissenschaftliche Validierung mittels randomisierter kontrollierter Studien im Sinne der evidenzbasierten Medizin, sodass hier weitere Studien notwendig scheinen.

In Beobachtungsstudien lässt sich eine mögliche immunologische Wirkung nicht vom Placeboeffekt der Therapie trennen, sodass zur Bewertung der immunologischen Wirkung nur placebokontrollierte Studien herangezogen werden können.


#

Immunmodulation durch aktive Immunisierung mit Partnerlymphozyten

Bevor mit den Vorbereitungen für die Immunisierung begonnen werden kann, müssen aufseiten beider Partner bestimmte Voraussetzungen überprüft worden sein: Kontraindikationen aufseiten der Empfängerin sind z. B. das Vorliegen einer Autoimmunerkrankung (Lupus erythematodes, Antiphospholipidsyndrom, Morbus Crohn, Colitis ulcerosa oder Multiple Sklerose), chronische Erkrankungen, die eine spätere Transplantation erforderlich machen können (Diabetes mellitus, Mukoviszidose, Zystennieren) oder Transplantationen in der Vorgeschichte. Wenn aufseiten des Partners ein erhöhtes Risiko für die Übertragung von Infektionskrankheiten oder malignen Zellen besteht, wird er nicht zur Lymphozytenspende zugelassen.

Das Ziel der aktiven Immunisierung mit Partnerlymphozyten ist eine Immunstimulation, die zur verbesserten Immunerkennung in der folgenden Schwangerschaft führen soll. Die aktive Immunisierung wurde in der 80er-Jahren entwickelt und auch in dieser Zeit das erste Mal angewandt.

In der Regel wird beim Partner Vollblut entnommen, aus dem die Lymphozyten mittels einer Dichtegradientenzentrifugation isoliert werden. Unter sterilen Bedingungen werden die Lymphozyten mehrfach gewaschen und anschließend in Kochsalzlösung aufgeschwemmt. Partnerlymphozyten werden in Deutschland gegenwärtig als Arzneimittel für neuartige Therapien (Advanced Therapy medical Products, ATMP) eingestuft, da die Lymphozyten im Körper der Patientin eine andere Aufgabe erfüllen als im Körper des Spenders. Daher ist eine Herstellungserlaubnis und eine Aufarbeitung im Reinraum erforderlich. Das fertige Präparat wird der Patientin meist intrakutan im Bereich der volaren Seite eines Unterarms injiziert. 4 – 6 Wochen nach Immunisierung kann eine Kontrolle auf antipaternale HLA-Antikörper erfolgen. Falls eine Antikörperbildung nachweisbar ist, sollte eine Schwangerschaft innerhalb der folgenden 12 Monate angestrebt werden, andernfalls kann die Immunisierung wiederholt werden.

Durch die Immunisierung soll die maternale Immunantwort verstärkt werden, welche sich gegen paternale Antigene auf dem Trophoblasten richtet. Der Nachweis von antipaternalen Antikörpern lässt darauf schließen, dass die Immunisierung eine maternale Immunantwort induziert hat [33]. In der Literatur gibt es mehrere Studien, die eine erhöhte Schwangerschaftsrate nach Immunisierung bei gleichzeitigem Vorliegen von antipaternalen Antikörpern beschreiben [33], [34], [35]. Carp et al. stellten ebenfalls einen Zusammenhang zwischen positivem Antikörpernachweis nach Immunisierung und erfolgreicher Schwangerschaft her: Bei nachgewiesenen Antikörpern wurde in 50% der Fälle eine Schwangerschaft verzeichnet, bei fehlenden Antikörpern hingegen lediglich bei 37% [33]. Ob die antipaternalen HLA-Antikörper einen direkten Effekt ausüben oder nur ein Marker für die erfolgreiche Modulation des maternalen Immunsystems sind, ist allerdings unbekannt.

Mögliche Komplikationen und das Nebenwirkungsprofil nach Immunisierung entsprechen im Wesentlichen dem nach intradermaler Vakzination gegen virale Infektionskrankheiten. Als mögliche Nebenwirkungen sind lokale Reaktionen wie Rötung, Schwellung oder Brennen zu nennen; seltener sind systemische, grippeähnliche Symptome, die in 8% der Fälle auftreten. Ein spezielles Risiko für Anaphylaxie oder Autoimmunerkrankungen existiert nicht [36], [37]. Trotz der vorherigen Testung auf Viruserkrankungen kann eine Transmission von Infektionen nicht vollständig ausgeschlossen werden.

Die Wirksamkeit der Methode wurde in zahlreichen Studien und Übersichtsanalysen bewertet. [Tab. 1] zeigt eine Übersicht der randomisierten Studien, die in die aktuellen Metaanalysen von Wong et al., 2014 [28], Liu et al., 2016 [38] und Cavalcante et al., 2017 [39], eingeschlossen wurden [40], [41], [42], [43], [44], [45], [46], [47], [48], [49], [50], [51], [52], [53], [54], [55], [56], [57], [58], [59], [60], [61], [62]. Aufgeführt sind, neben dem Studiendesign, der Anzahl und dem Alter der eingeschlossenen Patientinnen, der Zeitpunkt, die Dosierung und die Applikation der Immuntherapie, die Substanz der Behandlungs- und Placebogruppe, das Outcome bez. Lebendgeburt bzw. fortgeschrittener Schwangerschaft sowie Informationen bez. Erfolgskontrolle, Lagerung oder sonstigen Besonderheiten.

Tab. 1 Aktuelle Studienlage zur Immunisierung mit Partnerlymphozyten: Gegenüberstellung dreier Metaanalysen (Wong LF et al., 2014, Liu Z. et al., 2016, Cavalcante MB et al., 2016) mit den jeweils eingeschlossenen Studien.

Studie

Jahr

Design

Anzahl Patienten

Alter, Jahren

Behandlungszeitpunkt

Behandlungsgruppe

Placebogruppe

Lagerung

Dosierung, Applikation

Outcome-Parameter (Lg ± fortgeschr. SS)

erfolgreiches Outcome

p

berücksichtigt in Metaanalyse

Kommentar

Behandlungsgruppe

Placebogruppe

Wong 2014

Liu 2016

Cavalcante 2016

AK: Antikörper, do-blind: doppelblind, i. m.: intramuskulär, i. c.: intrakutan, i. v.: intravenös, k. A.: keine Angabe, LCT-XM: Kreuztest mit paternalen Lymphozyten im Lymphzytotoxizitätstest, Lg: Lebendgeburt, Ly: Lymphozyten, MLR-Bf: Mixed Lymphocyte Reaction blocking Antibody, MLy: maternale Lymphozyten, n. s.: nicht signifikant, PLy: paternale Lymphozyten, RCT: Randomized controlled Trial, s. c.: subkutan, si-blind: single-blind, SLy: Spenderlymphozyten, SS: Schwangerschaft, SSW: Schwangerschaftswoche, TCM: traditionelle chinesische Medizin, WDH: Wiederholung

1

Mowbray JF et al. [40]

1985

RCT, do-blind, gepaarte Sequenzanalyse

49

k. A.

vor SS

PLy

MLy aus 20 ml Blut

k. A.

400 ml Citratblut, 3 ml i. v.; 1 ml i. c.; 1 ml s. c.

Lg + SS ≥ 28 SSW innerhalb von 12 Monaten

77% (17/22)

37% (10/27)

0,01

x

x

2

Cauchi MN et al. [41]

1991

RCT, do-blind, gepaarte Sequenzanalyse

46

k. A.

vor SS

PLy

NaCl

k. A.

100 – 1000 × 106 Ly; 1 ml i. v.; 1 ml i. c.+s. c.

Lg + SS ≥ 20 SSW

62% (13/21)

76% (19/25)

1,0

x

x

x

3

Ho HN et al. [42]

1991

RCT, do-blind

99

28,5 ± 2,6

vor SS

PLy/SLy

MLy

k. A.

100 – 200 × 106 Ly; 2 ml i. c.

Lg + SS ≥ 20 SSW

78% (39/50)

65% (32/49)

> 0,1

x

x

x

2. Immunisierung, wenn innerhalb von 6 Monaten weder SS noch AK nachweisbar

4

Gatenby PA et al. [43]

1993

RCT, do-blind, gepaarte Sequenzanalyse

38

33 ± 4,6

vor SS

PLy

MLy

k. A.

400 × 106 Ly; 3 ml i. v.; 1 ml i. c.; 1 ml s. c.

Lg

68% (13/19)

47% (9/19)

0,1

x

x

x

5

Carp HP et al. [44]

1997

RCT, do-blind

42

31 ± 4,26 (24 – 45)

vor SS

PLy

k. A.

k. A.

diverse

Lg

45% (5/11)

19% (6/31)

n. s.

x

x

6

Kilpatrick DC et al. [45]

1994

RCT, do-blind

22

k. A.

vor SS + 1 × WDH bis zur 6. SSW

PLy

MLy

k. A.

50 – 200 × 106 Ly aus 100 ml Blut 4 ml, i. c., s. c., i. v.

k. A.

67% (8/12)

60% (6/10)

k. A.

x

x

unveröffentlichte Daten, nach Wong LF et al., 2014

7

Clark DA, Daya S [46]

1991

RCT, do-blind

18

k. A.

vor SS

PLy

NaCl

k. A.

40 × 106 Ly i. c.

Lg

63% (7/11)

28% (2/7)

k. A.

x

x

8

Pandey MK [47]

2003

RCT, do-blind

19

k. A.

vor SS

PLy

MLy/NaCl

k. A.

5 × 106 L, i. c.

k. A.

86% (12/14)

20% (1/5)

k. A.

x

x

9

Yanping C et al. [48]

2011

RCT, do-blind

94

k. A.

vor und 3 × bis zur 12. SSW

PLy

k. A.

k. A.

20 – 40 × 106 Ly; 2 ml i. c. (6 – 8×)

k. A.

84% (41/49)

53% (24/45)

k. A.

x

x

Artikel auf chinesisch, Angaben nach Liu Z et al., 2016

10

Lin S et al. [49]

2012

RCT, do-blind

84

k. A.

vor und alle 2 Wo bis zur 16. SSW

PLy

k. A.

k. A.

10 ml Citratblut s. c.

k. A.

79% (33/42)

40% (17/42)

k. A.

x

x

Artikel auf chinesisch, Angaben nach Liu Z et al., 2016

11

Aiwu W et al. [50]

2013

RCT, si-blind

78

k. A.

alle 3 Wo bis zur 12. SSW

PLy/SLy

TCM

k. A.

20 – 30 × 106 Ly; 1 ml s. c.

k. A.

82% (32/39)

46% (18/39)

k. A.

x

x

Artikel auf chinesisch, Angaben nach Liu Z et al., 2016

12

Bin T et al. [51]

2013

RCT, do-blind

888

k. A.

vor und 2 × in der SS

PLy/SLy

k. A.

k. A.

25 ml Citratblut; 0,2 ml 4 – 6× i. c.

k. A.

84% (250/297)

43% (254/591)

k. A.

x

x

Artikel auf chinesisch, Angaben nach Liu Z et al., 2016

13

Hong L et al. [52]

2003

RCT, do-blind

29

k. A.

vor und in der Früh-SS

PLy

k. A.

k. A.

20 – 30 × 106 Ly; 0,3 ml i. c. (3×)

k. A.

86% (18/21)

25% (2/8)

k. A.

x

x

Artikel auf chinesisch, Angaben nach Liu Z et al., 2016

14

Stray-Pederson S [53]

1994

RCT, do-blind

64

k. A.

k. A.

PLy

k. A.

k. A.

k. A.

k. A.

73% (24/33)

71% (22/31)

k. A.

x

unveröffentlichte Daten, nach Wong LF et al. 2014

15

Coulam CB et al. [54]

London

RCT

67

k. A.

k. A.

PLy

PLy, aus 40 ml Blut, 2/3 i. v., 1/6 i. c., 1/6 s. c.

k. A.

Ly aus 400 ml Blut, 2/3 i. v., 1/6 i. c., 1/6 s. c.

Lg

68% (25/37)

47% (14/30)

k. A.

x

Taipei

RCT, do-blind

102

k. A.

vor SS, Boost mit Ly aus 50 ml Blut i. c. nach 6 Mo oder in der SS

PLy

MLy

k. A.

100 – 200 × 106 Ly, i. c.

Lg

77% (41/53)

65% (32/49)

k. A.

x

Melbourne

RCT, do-blind

42

k. A.

vor SS

PLy

NaCl

k. A.

Ly aus 100 – 150 ml Blut, 1/2 i. v., 1/2 i. c. und s. c.

Lg

65% (13/20)

73% (16/22)

k. A.

x

Aalborg

RCT, do-blind

76

k. A.

vor SS, Boost bis zur 6. SSW

PLy/SLy

MLy

k. A.

Ly aus 400 ml Blut, i. v.

Lg

65% (31/48)

57% (16/28)

k. A.

x

Sydney

RCT, do-blind

39

k. A.

vor SS

PLy

MLy

k. A.

Ly aus 400 ml Blut, 2/3 i. v., 1/3 i. c., s. c.

Lg

68% (13/19)

60% (12/20)

k. A.

x

Paris

RCT, do-blind

52

k. A.

vor SS

PLy

MLy

k. A.

Ly aus 400 ml Blut, 4/5 i. v., 1/5 i. c.

Lg

65% (17/26)

54% (14/26)

k. A.

x

Milan

RCT

30

k. A.

vor SS

PLy

keine

k. A.

Ly aus 400 ml Blut, i. v., i. c., s. c.

Lg

63% (10/16)

79% (11/14)

k. A.

x

Edinburgh

RCT, do-blind

22

k. A.

vor SS + Boost bis zur 6. SSW

PLy

MLy 40 – 60 ml Blut

k. A.

100 ml Blut, 50 – 200 × 106 Ly, i. v., i. c., s. c.

Lg

67% (8/12)

60% (6/10)

k. A.

x

Hamilton

RCT

k. A.

k. A.

vor SS

PLy

NaCl

k. A.

50 × 106 Ly

Lg

k. A.

k. A.

k. A.

x

von Coulam et al. nicht ausgewertet, weil ein Bias befürchtet wurde, da die Analyse in Hamilton selbst stattfand

Summe

430

Lg

68% (158/231)

61% (121/199)

< 0,01

x

kein Effekt: Konzentration (>/<300 × 106 Ly), Zeitpunkt der Immunisierung, HLA-Sharing

Effekt: Alter, Anzahl vorheriger Aborte (primäre Aborte p = 0,025, sekundäre Aborte n. s.

16

Illeni MT et al. [55]

1994

RCT, do-blind

44

k. A.

vor SS

PLy

Keine

k. A.

400 ml Blut, 200 × 106 Ly; 1 ml i. v.; 1 ml i. c.; 1 ml s. c.

Lg + SS

73% (16/22)

64% (14/22)

n. s.

x

x

x

3 Jahre (1988 – 1991), Follow-up nach 24/25 Monaten im Median

17

Collins J et al. [56]

1994

RCT, 10 Zentren

456

bis 45

k. A.

PLy

k. A.

k. A.

k. A.

Lg

62% (153/245)

52% (109/211)

0,026

x

18

Ober C et al. [57]

1999

RCT, do-blind, 6 Zentren

171

33 ± 4,3 (23 – 41)

vor SS, WDH nach 6 Monaten, wenn keine SS eingetreten

PLy

NaCL

über Nacht bei 1 – 6 °C

200 × 106 Ly 3 ml i. v., 1 ml s. c.; 1 ml i. c.

Lg + SS ≥ 28. SSW, innerhalb von 12 Monaten

36% (31/86)

48% (41/85)

0,11

x

x

in Metaanalyse Liu et al. ausgeschlossen, weil Abbruch der Studie, da mehr Aborte in der Treatment- als in Kontrollgruppe

19

Daya S et al. [58]

1994

x

London

RCT

39

k. A.

k. A.

PLy

MLy aus 40 ml Blut, 2/3 i. v., 1/6 i. c., 1/6 s. c.

k. A.

Ly aus 400 ml Blut, 2/3 i. v., 1/6 i. c., 1/6 s. c.

k. A.

65% (13/20)

37% (7/19)

0,08

x

Taipei

RCT, do-blind

53

k. A.

vor SS, Boost mit 50 ml Blut nach 6 Monaten wenn keine SS

PLy/SLy

MLy

k. A.

100 – 200 × 106 Ly, i. c.

k. A.

70% (19/27)

58% (15/26)

0,34

x

Melbourne

RCT

31

k. A.

vor SS

PLy

NaCl

k. A.

Ly aus 100 – 150 ml Blut, 1/2 i. v., 1/2 i. c. und s. c.

k. A.

56% (9/16)

73% (11/15)

0,46

x

Aalborg

RCT, do-blind

40

k. A.

vor SS, Boost bis zur 6. SSW

PLy/SLy

MLy

k. A.

Ly aus 400 ml Blut, i. v.

k. A.

68% (17/25)

40% (6/15)

0,08

x

Sydney

RCT

28

k. A.

vor SS

PLy

MLy

k. A.

Ly aus 400 ml Blut, 2/3 i. v., 1/3 i. c., s. c.

k. A.

42% (5/12)

38% (6/16)

1,0

x

Paris

RCT, do-blind

52

k. A.

vor SS

PLy

MLy

k. A.

Ly aus 400 ml Blut, 4/5 i. v., 1/5 i. c.

k. A.

63% (17/27)

40% (10/25)

0,17

x

Edinburgh

RCT, do-blind

31

k. A.

vor SS + Boost bis zur 6. SSW

PLy

MLy 40 – 60 ml Blut

k. A.

100 ml Blut, 50 – 200 × 106 Ly, i. v., i. c., s. c.

k. A.

50% (8/16)

27% (4/15)

0,27

x

Hamilton

RCT, si-blind

11

k. A.

vor SS

PLy

NaCl

k. A.

50 × 106 Ly, s. c.

k. A.

43% (3/7)

25% (1/4)

1,0

x

Metaanalyse aller 8 RCT

285

k. A.

vor SS, teils Boost

PLy/SLy

NaCl/MLy

diverse (siehe oben)

61% (91/150)

44% (60/135)

x

kein Effekt: Konzentration (>/<300 × 106 Ly), Zeitpunkt der Immunisierung, HLA-Sharing, Alter

Effekt: Anzahl vorheriger Aborte

20

Scott JR et al. [59]

1994

RCT, do-blind

22

k. A.

vor SS

PLy o. SLy

NaCl

k. A.

400 – 900 × 107 Ly, i. v.

k. A.

60% (6/10)

42% (5/12)

k. A.

x

x

21

Christiansen OB et al. [60]

1994

RCT, do-blind

66

30 (21 – 44)

vor SS2 × Immunisierung (WDH nach 1 Monat), dann WDH alle 5 Monate bis SS

2 SLy kompatibel für AB0 und Rhesus

MLy

k. A.

150 ml Blut, 150 – 460 × 106 Ly i. v.

Lg

71% (31/43);

48% (11/23)

n. s.

x

x

x

22

Reznikoff-E MF [61]

1994

RCT, do-blind

52

k. A.

vor SS, z. T. während der SS

PLy

MLy

k. A.

400 × 107 Ly, 5 ml; 4 ml i. v., 1 ml i. c.+s. c.

k. A.

65% (17/26)

54% (14/26)

k. A.

x

x

unveröffentlichte Daten, nach Wong LF et al., 2014

23

Pandey MK et al. [62]

2004

RCT, do-blind

124

k. A.

bis zu 6 × alle 4 Wo, bis MLR-Bf-Titer ≥ 30

PLy

MLy/SLy/NaCl

über Nacht (37 °C
/5% CO2)

5 × 106 Ly, i. m., i. c., s. c., i. v., je 0,25 ml

Lg

78% (25/32)

17% (16/92)

< 0,01

x

x

x

keine Behandlung, wenn MLR-Bf bereits positiv

Die erste Metaanalyse zur Immunisierung mit Partnerlymphozyten wurde im Jahr 1993 von Fraser et al. publiziert [63]. Hier wurden 4 randomisierte Studien zur Immuntherapie mit Lymphozyten oder Infusion von Trophoblastmembranen durchgeführt. Es konnte keine Verbesserung bez. der Rate an Lebendgeburten gezeigt werden [63].

1991, während des 11. Jahrestreffens der American Society for Reproductive Immunology, initiierte das Ethikkomitee der Gesellschaft für Immuntherapie eine Multicenterstudie, um das Behandlungsprotokoll zu standardisieren und um die Studiengröße zu steigern. Hierzu wurden Daten von 15 Zentren zusammengetragen. Neun randomisierte Studien wurden von 2 unabhängig voneinander arbeitenden Analyseteams ausgewertet. Es konnte gezeigt werden, dass die Rate an Lebendgeburten nach Immuntherapie bei Patientinnen mit habituellem Abortgeschehen erhöht war (Odds Ratio [OR] 1,16, 95%-Konfidenzintervall [95%-KI] 1,04 – 1,34). Eine signifikante Steigerung der Rate an Lebendgeburten wurde beschrieben, wenn auf maternaler Seite antipaternale HLA-Antikörper vor der Schwangerschaft nachgewiesen werden konnten (RR 1,17, 95%-KI 1,06 – 1,27) [54].

Die Cochrane-Library publizierte 2001 eine Metaanalyse über immunologische Behandlungsoptionen bei wiederholtem Abortgeschehen, Lymphozytenimmunisierung eingeschlossen. Das letzte Update dieser Metaanalyse im Jahr 2014 umfasste 12 Studien zur Immuntherapie mit Partnerlymphozyten mit einer Gesamtzahl von 641 Patienten, wobei 316 Frauen in der Fallgruppe und 325 Frauen in der Kontroll-/Placebogruppe waren. Es konnte kein signifikanter Effekt auf die Lebendgeburtenrate nach Immunisierung gezeigt werden (OR 1,22, 95%-KI 0,89 – 1,69) [28]. Ebenfalls eine Immunisierung mit Spenderlymphozyten blieb ohne Nachweis einer erhöhten Lebendgeburtenrate (OR 1,39, 95%-KI 0,68 – 2,82) [28].

Eine Reihe von Wissenschaftlern kritisieren die Ergebnisse dieser Cochrane-Analyse [29], [62], [64]. Hauptkritikpunkt war, dass die Ergebnisse der Studie von Ober et al. [57] integriert wurden, welche bis dato die ersten und einzigen Daten publizierten, die einen negativen Effekt, also sogar eine Zunahme an Aborten, nach Immuntherapie zeigten.

Ober et al. lagerten das Blut des Partners, aus welchem die Lymphozyten aufbereitet werden sollten, bei einer Temperatur von 1 – 6 °C, um so die Zeitspanne zwischen Blutentnahme und Immunisierung verlängern zu können. Clark et al. konnten zeigen, dass eine ausreichende Anzahl von CD200+ Zellen notwendig ist, um einen immunmodulatorischen Effekt in der Immuntherapie mit Lymphozyten zu erreichen. CD200 wird unter anderem auf dendritischen Zellen exprimiert und kann im Rahmen einer Immunisierung eine Immunmodulation beim Empfänger hervorrufen. Hierbei wird mithilfe des Transforming Growth Factor beta (TGF-β) die immunsuppressive Komponente des Immunsystems durch die Treg-Zellen unterstützt [65]. Eine Lagerung bei niedrigen Temperaturen reduziert die CD200+ Zellzahl [65]. Clark et al. argumentierten, dass wiederholte Aborte nach Immuntherapie mit Lymphozyten entweder genetischen Ursachen seitens des Embryos, einer bis dato unerkannten Autoimmunerkrankung der Patientin oder einer durchgeführten Immuntherapie mit einer unzureichenden Anzahl an CD200+ Zellen zuzuschreiben ist [64].

Des Weiteren schlossen Ober et al. Patientinnen mit Autoimmunerkrankungen (positive ANA-Titer) in die Studie ein, was die Ergebnisse nach Immuntherapie mit Lymphozyten negativ beeinflusst [57]. Weitere Kritikpunkte waren das Fehlen einer Erfolgskontrolle (Nachweis von antipaternalen HLA-Antikörpern) nach Immunisierung, unterschiedliche Applikationsweisen der Lymphozyten (intradermal, subkutan, intravenös) sowie unterschiedliche Dosierungen und Lymphozytenkonzentrationen [29], [62], [64].

Eine erneute Analyse der Daten aus der Cochrane Library, exklusive der Ergebnisse von Ober et al. [57], konnte eine signifikante Steigerung der Lebendgeburtenrate nach Immunisierung mit Partnerlymphozyten verzeichnen (OR 1,63, 95%-KI 1,13 – 2,35; p = 0,009) [28].

Um die Fehler bzw. Schwächen der Cochrane-Analyse zu dieser Thematik zu korrigieren, publizierten Liu et al. 2014 eine neue Metaanalyse im American Journal of Reproductive Immunology [38]. Hier wurden 18 randomisierte klinische Studien aus dem Zeitraum 1985 – 2013 eingeschlossen; mit einer Gesamtzahl von 1738 Patientinnen: 739 in der Fallgruppe mit Immunisierung mit Partner- oder Spenderlymphozyten und 999 Patientinnen in der Kontrollgruppe. Liu et al. zeigten einen signifikanten Effekt auf die Rate an Lebendgeburten nach Immunisierung: 77,8% Lebendgeburten waren in der Gruppe nach Immunisierung, verglichen mit 46,1% in der Kontrollgruppe zu verzeichnen (OR 4,02, 95%-KI 3,23 – 5,00) [38]. Eine Subgruppenanalyse bez. unterschiedlicher Immunisierungsprotokolle ergab zudem eine signifikante Erhöhung der Lebendgeburtenrate, wenn die Immunisierung vor und während der Schwangerschaft durchgeführt wurde (OR 4,67, 95%-KI 3,70 – 5,90 vs. OR 2,00, 95%-KI 1,39 – 2,88) [38]. Eine weitere Subgruppenanalyse deutete auf ein besseres Outcome bei Verwendung von maximal 100 × 106 Lymphozyten pro Applikation hin (OR 1,52, 95%-KI 1,04 – 2,22) [38].

Yu et al. untersuchten die verschiedenen Applikationsformen und konnten die besten Ergebnisse bei der intradermalen Immunisierung zeigen [66].

2002 wurde von der amerikanischen Food and Drug Administration (FDA) festgelegt, die aktive Immunisierung mit Partnerlymphozyten ausschließlich unter Studienbedingungen durchzuführen. Grund hierfür waren die oben beschriebenen Daten von Ober et al. [57] aus dem Jahr 1999. Auch die aktuelle AWMF-Leitlinie 015/050 von 2013 ist zurückhaltend bez. dieser Therapie. Grund dafür ist die fehlende Evidenz der aktiven Partnerimmunisierung für die Behandlung des wiederholten Spontanaborts. Als einzige Literaturquelle wird eine Cochrane-Analyse [67] aus dem Jahr 2006 angegeben, die auch die Arbeit von Ober et al. mit einschließt.

Eine aktuelle Übersichtsarbeit von Cavalcante et al. [39] aus dem Jahr 2017 schloss 6 Metaanalysen ein. Zwei davon – die bereits zuvor beschriebenen Arbeiten von Fraser et al. und Wong et al. – konnten keine Erhöhung der Rate an Lebendgeburten zeigen [28], [63], während die anderen 4 einen signifikanten Effekt bez. der Rate an Lebendgeburten nach Immunisierung mit Partnerlymphozyten herausarbeiteten [38], [39], [54], [56], [68].


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Fazit

Die Immunisierung mit Partnerlymphozyten ist bei rezidivierendem Implantationsversagen oder habituellem Abortgeschehen eine Behandlungsoption, wenn zuvor alle anderen Möglichkeiten als Ursache ausgeschlossen wurden. Aufgrund der äußerst heterogenen Datenlage kann ein signifikanter Nutzen durch die Immunisierung immer noch nicht eindeutig belegt werden. Es gibt jedoch Hinweise, dass die Therapie bei Verwendung möglichst frisch entnommener Lymphozyten wirksam sein könnte. Die Behandlung stellt insgesamt ein sicheres und risikoarmes Verfahren dar. Nach ausführlicher Aufklärung des Paares über die Erfolgsaussichten und genauer Überprüfung von Indikation und Kontraindikationen kann individuell mit dem Paar eine Immunisierung mit Partnerlymphozyten diskutiert werden, vorausgesetzt, zuvor wurden alle anderen infrage kommenden Sterilitätsursachen ausgeschlossen.


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Conflict of Interest/Interessenkonflikt

The authors declare that they have no conflict of interest.

Die Autoren geben an, dass kein Interessenkonflikt besteht.



  
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Fig. 1 Immunocompetent cells of the foetomaternal interface (according to [17]). In the intervillous space, the trophoblast is in direct contact with the maternal blood. There is a special cellular immunological environment in the decidua. The individual cellular components with their most important molecules are presented here. TLR: toll-like receptor; DC: dendritic cells; TGF-beta: transforming growth factor; uNK cells: uterine natural killer cells; VEGF: vascular endothelial growth factor; IFN-gamma: interferon gamma.
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Fig. 2 Major histocompatibility complex (MHC). The HLA (human leukocyte antigen) system is located on the short arm of chromosome 6 and is also known as the major histocompatibility complex (MHC). The typical MHC genes are divided into two regions, which code two classes of HLA molecules: HLA Class I (HLA-A, -B, -C), which are found on all nucleated somatic cells and HLA Class II (HLA-DR, -DQ, -DP), which are found only on antigen-presenting cells. The HLA Class III molecules include complement factors, which are involved in the non-specific immune defence. The overall HLA complex comprises around 4000 kilobases (Kb) and is very polymorphic, i.e. there are several genetic variants (alleles) for most gene loci. Source: Zentrum für Humangenetik und Laboratoriumsdiagnostik (MVZ) [Center for Human Genetics and Laboratory Diagnostics (AHC)], Dr. Hirv, Dr. Bangol, Martinsried.
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Abb. 1 Immunkompetente Zellen der fetomaternalen Grenzzone (nach [17]). Der Trophoblast steht im intervillösen Raum in direktem Kontakt mit dem maternalen Blut. In der Dezidua findet sich ein spezielles zelluläres immunologisches Milieu. Die einzelnen zellulären Komponenten mit ihren wichtigsten Molekülen sind hier dargestellt. TLR: Toll-like-Rezeptor; DC: dendritische Zellen; TGF-beta: Transforming Growth Factor; uNK-Zellen: uterine natürliche Killerzellen; VEGF: Vascular endothelial Growth Factor; IFN-gamma: Interferon-gamma.
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Abb. 2 Haupthistokompatibilitätskomplex (MHC). Das HLA-(Humanes-Leukozyten-Antigen-)System ist auf dem kurzen Arm von Chromosom 6 lokalisiert und wird auch als Haupthistokompatibilitätskomplex (Major Histocompatibility Complex, MHC) bezeichnet. Die klassischen MHC-Gene sind in 2 Regionen unterteilt, die 2 Klassen von HLA-Molekülen kodieren: HLA-Klasse I (HLA-A, -B, -C), die sich auf allen kernhaltigen Körperzellen befinden, und HLA-Klasse II (HLA-DR, -DQ, -DP), die sich nur auf antigenpräsentierenden Zellen befinden. Zu den HLA-Klasse-III-Molekülen zählen Komplementfaktoren, die an der unspezifischen Immunabwehr beteiligt sind. Der gesamte HLA-Komplex umfasst ca. 4000 Kilobasen (Kb) und ist sehr polymorph, d. h. für die meisten Genorte existieren mehrere genetische Varianten (Allele).(Quelle: Zentrum für Humangenetik und Laboratoriumsdiagnostik (MVZ), Dr. Hirv, Dr. Bangol, Martinsried)