Zusammenfassung
Ziel dieser Studie war die Entwicklung einer Methode, welche den Nachweis transplantierter
Zellen im Myokard bezüglich Überleben und Verteilung ohne die Notwendigkeit der Anfertigung
histologischer Präparate ermöglicht. Hierzu wurden in einem Hundemodell fetale Kardiomyozyten
isoliert und mit einem nicht toxischen, fluoreszierenden Membranfarbstoff Vybrant® CM DiI markiert. Anschließend erfolgte über eine anterolaterale Thorakotomie die
Injektion der genannten Zellen in die Lateralwand des linken Ventrikels erwachsener
Hunde. Zur Dokumentation der Integration und des Überlebens der Zellen erfolgte nach
zwei Monaten eine erneute Thorakotomie, wobei ein Intravital-Mikroskop über dem Situs
des freigelegten Herzens angebracht wurde. Die durch die rhythmische Kontraktion des
Herzens aufgetretenen Artefakte der Bildgebung konnten mit Hilfe einer speziellen
Computer-Software eliminiert werden. Zwei Monate nach Transplantation waren die fluoreszierenden
Transplantate mit Hilfe der Intra-Vital-Mikroskopie bei einer 10x Vergrößerung visuell
nachweisbar. Histologische Schnittuntersuchungen dienten als Kontrollmethode und bestätigten
die Existenz DiI-markierter Zellen entlang des Injektionskanals im Myokard. Zusätzlich
konnte Connexin-43 als Marker für morphologische und funktionelle Integration zwischen
Spender- und Empfängerzellen nachgewiesen werden. Unsere Ergebnisse zeigen, dass ein
In-vivo-Nachweis transplantierter Zellen im Myokard möglich ist. Durch geringfügige
technische Ergänzungen dürfte diese Methode thorakoskopisch/endoskopisch und somit
auch und in anderen Organsystemen klinisch einsetzbar sein.
Abstract
Myocardial transplantation of myocytes and bone marrow derived cells is currently
under clinical evaluation as an alternative therapy of heart failure. One of the main
problems of all clinical studies performed so far is the inability to track the fate
of the transplanted cells. The aim of our study was the development of a potentially
clinically applicable approach, which allows for detection of the transplanted cells
without need for collection of tissue samples. Fetal canine cardiomyocytes were labelled
with the non-toxic fluorescent membrane dye Vybrant® CM-DiI and delivered into the free wall of the left ventricle of adult mongrel dogs.
For subsequent tracking of the cellular graft, the dogs underwent a second operation
in which an intra-vital microscope was mounted above the exposed heart within the
thorax. A special computer software eliminated artefacts caused by myocardial contraction.
Two months after transplantation, the fluorescent graft was macroscopically visible
by intra-vital microscopy using a 10x magnification. Histological studies served as
microscopic control and confirmed the existence of DiI-labelled cells at the site
of injection. Connexin 43 immunoreactivity was visible at junctional complexes between
donor and recipient cells, suggesting morphologic and functional coupling as a result
of gap junction formation. Our results demonstrate that in vivo detection of transplanted
cells in the heart is feasible. Further technical adjustments should allow for thoracoscopic/endoscopic
application of this method, making it appropriate for use in other organs and in clinical
studies.
Schlüsselwörter
Zelltransplantation - Bildgebende Verfahren - Intra-Vital-Mikroskopie
Key words
Cell transplantation - imaging - intra-vital microscopy
Literatur
1
Dick AJ, Guttman MA, Raman VK. et al .
Magnetic resonance fluoroscopy allows targeted delivery of mesenchymal stem cells
to infarct borders in swine.
Circulation.
2003;
108
2899-2904
2
Hill JM, Dick AJ, Raman VK. et al .
Serial cardiac magnetic resonance imaging of injected mesenchymal stem cells.
Circulation.
2003;
108
1009-1014
3
Hofmann M. et al .
Monitoring of bone marrow cell homing into the infarcted human myocardium.
Circulation.
2005;
111
2198-2202
4
Kraitchman DL, Heldman AW, Atalar E. et al .
In vivo magnetic resonance imaging of mesenchymal stem cells in myocardial infarction.
Circulation.
2003;
107
2290
5
Menasche P.
Skeletal muscle satellite cell transplantation.
Cardiovasc Res.
2003;
58
351-357
6
Muller-Ehmsen J, Whittaker P, Kloner RA. et al .
Survival and development of neonatal rat cardiomyocytes transplanted into adult myocardium.
J Mol Cell Cardiol.
2002;
34
107-116
7
Reinecke H, Zhang M, Bartosek T, Murry CE.
Survival, integration, and differentiation of cardiomyocyte grafts: a study in normal
and injured rat hearts.
Circulation.
1999;
100
193-202
8
Roell W, Fan Y, Xia Y. et al .
Cellular cardiomyoplasty in a transgenic mouse model.
Transplantation.
2002;
73
462-465
9
Ruhparwar A, Tebbenjohanns J, Niehaus M. et al .
Transplanted fetal cardiomyocytes as cardiac pacemaker.
Eur J Cardiothorac Surg.
2002;
21
853-857
10
Soonpaa MH, Koh GY, Klug MG, Field LJ.
Formation of nascent intercalated disks between grafted fetal cardiomyocytes and host
myocardium.
Science.
1994;
264
98-101
11
Stamm C, Westphal B, Kleine HD. et al .
Autologus bone marrow stem cell transplantation for myocardial regeneration after
myocardial infarction.
Lancet.
2003;
361
45-46
12
Strauer BE, Brehm M, Zeus T. et al .
Intracoronary, human autologous stem cell transplantation for myocardial regeneration
following myocardial infarction.
Dtsch Med Wochenschr.
2001;
126
932-938
13
van den Bos EJ, Wagner A, Mahrholdt H. et al .
Improved efficacy of stem cell labeling for magnetic resonance imaging studies by
the use of cationic liposomes.
Cell Transplant.
2003;
12
743-756
14
Wollert KC, Meyer GP, Lotz J, Ringes-Lichtenberg S, Lippolt P, Breidenbach C, Fichtner S,
Korte T, Hornig B, Messinger D, Arseniev L, Hertenstein B, Ganser A, Drexler H.
Intracoronary autologous bone-marrow cell transfer after myocardial infarction: the
BOOST randomised controlled clinical trial.
Lancet.
2004;
364
141-148
15
Wu JC, Chen IY, Sundaresan G. et al .
Molecular imaging of cardiac cell transplantation in living animals using optical
bioluminescence and positron emission tomography.
Circulation.
2003;
108
1302-1305
Korrespondenzadresse
Dr. med. Arjang Ruhparwar
Abteilung für Thorax-, Herz- und Gefasschirurgie·Medizinische Hochschule Hannover
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30625 Hannover
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